1Pipeline.sh

[TOC]

# 易宏基因组流程 EasyMetagenome Pipeline

    # 版本Version: 1.22, 2024/11/18
    # 操作系统Operation System: Linux Ubuntu 22.04+ / CentOS 7.7+ 

# 一、数据预处理 Data preprocessing

## 1.1 准备工作 Preparing

1.  首次使用请参照`0Install.sh`脚本，安装软件和数据库(大约1-3天，仅一次)
2.  易宏基因组(EasyMetagenome)流程`1Pipeline.sh`复制到项目文件夹，如本次为meta
3.  项目文件夹准备测序数据(seq/*.fq.gz)和样本元数据(result/metadata.txt)

**环境变量设置 Environment variable settings**
**分析前必须运行，设置数据库、软件和工作目录**

    # Conda软件安装目录，`conda env list`查看，如/anaconda3
    soft=~/miniconda3
    # 数据库database(db)位置，如管理员/db，个人~/db
    db=~/db
    # 设置工作目录work directory(wd)，如meta
    wd=~/meta
    # 创建并进入工作目录
    mkdir -p $wd && cd $wd
    # 创建3个常用子目录：序列，临时文件和结果
    mkdir -p seq temp result
    # 添加分析所需的软件、脚本至环境变量，添加至~/.bashrc中自动加载
    PATH=$soft/bin:$soft/condabin:/usr/local/sbin:/usr/local/bin:/usr/sbin:/usr/bin:/sbin:/bin:$db/EasyMicrobiome/linux:$db/EasyMicrobiome/script
    echo $PATH

**元数据和序列文件 Metadata and Sequence Files**

元数据

    # 上传元数据metadata.txt至result目录，此处下载并重命名
    wget http://www.imeta.science/github/EasyMetagenome/result/metadata.txt
    mv metadata.txt result/metadata.txt
    # 检查文件格式，^I为制表符，$为Linux换行，^M$为Windows回车，^M为Mac换行符
    cat -A result/metadata.txt
    
    # 根据样本文件生成元数据，可筛选子集，如EB开头
    ls seq/EB*|grep '_1'|cut -f1 -d '_'|cut -f 2 -d '/'|sed'1 i SampleID'>result/metadataEB.txt
    cp result/metadataEB.txt result/metadata.txt
    
    # 元数据细节优化
    # 转换Windows回车为Linux换行，去除空格
    sed -i 's/\r//;s/ //g' result/metadata.txt
    cat -A result/metadata.txt

序列文件

    # 用户使用filezilla上传测序文件至seq目录，本次从网络下载
    # seq 目录下已经有测试文件，下载跳过
    cd seq/
    awk '{system("wget -c http://www.imeta.science/github/EasyMetagenome/seq/"$1"_1.fq.gz")}' <(tail -n+2 ../result/metadata.txt)
    awk '{system("wget -c http://www.imeta.science/github/EasyMetagenome/seq/"$1"_2.fq.gz")}' <(tail -n+2 ../result/metadata.txt)
    cd ..
    # ls查看文件大小，-l 列出详细信息 (l: list)，-sh 显示人类可读方式文件大小 (s: size; h: human readable)
    ls -lsh seq/*.fq.gz
    # 统计
    time seqkit stat seq/*.fq.gz > result/seqkit.txt

序列文件格式检查 
zless/zcat查看可压缩文件，检查序列质量格式(质量值大写字母为标准Phred33格式，小写字母为Phred64，需参考附录：质量值转换)；检查双端序列ID是否重名，如重名需要改名。参考**附录 —— 质控kneaddata，去宿主后双端不匹配；序列改名**。

    # 设置某个样本名为变量i，以后再无需修改
    i=C1
    # zless查看压缩文件，空格翻页，q退出; head指定显示行数
    zless seq/${i}_1.fq.gz | head -n4

**工作目录和文件结构总结**


    # ├── pipeline.sh
    # ├── result
    # │   └── metadata.txt
    # ├── seq
    # │   ├── C1_1.fq.gz
    # │   ├── ...
    # │   └── N1_2.fq.gz
    # └── temp

*   1pipeline.sh是分析流程代码；
*   seq目录中有2个样本Illumina双端测序，4个序列文件；
*   temp是临时文件夹，存储分析中间文件，结束可全部删除节约空间
*   result是重要节点文件和整理化的分析结果图表，
    *   实验设计metadata.txt也在此

## 1.2 Fastp质量控制 Quality Control

    # 创建目录，记录软件版本和引文
    mkdir -p temp/qc result/qc
    fastp
    
    # 单样本质控
    i=C1
    fastp -i seq/${i}_1.fq.gz  -I seq/${i}_2.fq.gz \
      -o temp/qc/${i}_1.fastq -O temp/qc/${i}_2.fastq
    
    # 多样本并行，此步占用原始数据5x空间
    # -j 2: 表示同时处理2个样本；j3,18s,8m; 目前6个样本j2, 2m4.247s
    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 2 \
      "fastp -i seq/{1}_1.fq.gz -I seq/{1}_2.fq.gz \
        -j temp/qc/{1}_fastp.json -h temp/qc/{1}_fastp.html \
        -o temp/qc/{1}_1.fastq  -O temp/qc/{1}_2.fastq \
        > temp/qc/{1}.log 2>&1"
    
    # 质控后结果汇总
    echo -e "SampleID\tRaw\tClean" > temp/fastp
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do
        echo -e -n "$i\t" >> temp/fastp
        grep 'total reads' temp/qc/${i}.log|uniq|cut -f2 -d ':'|tr '\n' '\t' >> temp/fastp
        echo "" >> temp/fastp
        done
    sed -i 's/ //g;s/\t$//' temp/fastp
    # 按metadata排序
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"}NR==FNR{a[$1]=$0}NR>FNR{print a[$1]}' temp/fastp result/metadata.txt \
      > result/qc/fastp.txt
    cat result/qc/fastp.txt
    
## 1.3 KneadData去宿主 Host removal

kneaddata是流程主要依赖bowtie2比对宿主，然后筛选非宿主序列用于下游分析。

    # 创建目录、启动环境、记录版本
    mkdir -p temp/hr
    conda activate kneaddata
    kneaddata --version # 0.12.0

多样品并行去宿主，此步占用原始数据5x空间，j5p3,18s3h；j3p16,18s1h

    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 2 \
      "sed '1~4 s/ 1:/.1:/;1~4 s/$/\/1/' temp/qc/{}_1.fastq > /tmp/{}_1.fastq; \
      sed '1~4 s/ 2:/.1:/;1~4 s/$/\/2/' temp/qc/{}_2.fastq > /tmp/{}_2.fastq; \
      kneaddata -i1 /tmp/{1}_1.fastq -i2 /tmp/{1}_2.fastq \
      -o temp/hr --output-prefix {1} \
      --bypass-trim --bypass-trf --reorder \
      --bowtie2-options '--very-sensitive --dovetail' \
      -db ${db}/kneaddata/human/hg37dec_v0.1 \
      --remove-intermediate-output -v -t 3; \
      rm /tmp/{}_1.fastq /tmp/{}_2.fastq"

    # 查看大小，*匹配任意多个字符，?匹配任意一个字符
    ls -shtr temp/hr/*_paired_?.fastq

简化改名
    
    # Ubuntu系统改名
    rename 's/paired_//' temp/hr/*.fastq
    # CentOS系统改名
    rename 'paired_' '' temp/hr/*.fastq

质控结果汇总

    kneaddata_read_count_table --input temp/hr \
      --output temp/kneaddata.txt
    # 筛选重点结果列
    cut -f 1,2,5,6 temp/kneaddata.txt | sed 's/_1_kneaddata//' > result/qc/sum.txt
    # 对齐方式查看表格
    csvtk -t pretty result/qc/sum.txt

校验ID是否配对

    paste <(head -n40 temp/hr/`tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|head -n1`_1.fastq|grep @)    <(head -n40 temp/hr/`tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|head -n1`_2.fastq|grep @)

大文件清理，高宿主含量样本可节约>90%空间

    # 使用命令的绝对路径确保使用无参数的命令，管理员用alias自定义命令含参数，影响操作结果
    /bin/rm -rf temp/hr/*contam* temp/hr/*unmatched* temp/hr/reformatted* temp/hr/_temp*
    ls -l temp/hr/
    # 确认去宿主结果后，可以删除质控后中间文件
    rm temp/qc/*.fastq

# 二、基于读长分析 Read-based (HUMAnN3+MetaPhlAn4+Kraken2)

## 2.1 准备HUMAnN输入文件

HUMAnN要求双端序列合并的文件作为输入，for循环根据实验设计样本名批量双端序列合并。注意星号(\*)和问号(?)，分别代表多个和单个字符。当然大家更不能溜号，行分割的代码行末有一个\\

    mkdir -p temp/concat
    # 双端合并为单个文件
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do 
      cat temp/hr/${i}_?.fastq \
      > temp/concat/${i}.fq; done
    # 查看样品数量和大小
    ls -shl temp/concat/*.fq
    # 数据太大，计算时间长，可用head对单端分析截取20M序列，即3G，行数为80M行，详见附录：HUMAnN2减少输入文件加速

## 2.2 HUMAnN计算物种和功能组成

*   物种组成调用MetaPhlAn4
*   输入文件：temp/concat/*.fq 每个样品质控后双端合并后的fastq序列
*   输出文件：temp/humann3/ 目录下
    *   C1_pathabundance.tsv
    *   C1_pathcoverage.tsv
    *   C1_genefamilies.tsv
*   整合后的输出：
    *   result/metaphlan4/taxonomy.tsv 物种丰度表
    *   result/metaphlan4/taxonomy.spf 物种丰度表（用于stamp分析）
    *   result/humann3/pathabundance_relab_unstratified.tsv 通路丰度表
    *   result/humann3/pathabundance_relab_stratified.tsv 通路物种组成丰度表
    *   stratified(每个菌对此功能通路组成的贡献)和unstratified(功能组成)

启动humann3环境，检查数据库配置

    conda activate humann3
    # 备选source加载指定环境
    # source ~/miniconda3/envs/humann3/bin/activate
    mkdir -p temp/humann3
    humann --version # v3.7
    humann_config

单样本1.25M PE150运行测试，8p，2.5M，1\~2h；0.2M, 34m；0.1M，30m；0.01M，25m；16p，18m

    i=C1
    # 3p,26m; 数据库使用ssd缩短到19m；16p,8m
    time humann --input temp/concat/${i}.fq --output temp/humann3 --threads 3 --metaphlan-options '--bowtie2db /db/metaphlan4 --index mpa_vOct22_CHOCOPhlAnSGB_202212 --offline'

多样本并行计算，测试数据约30m，推荐16p，3h/6G；

    # 如果服务器性能好，请设置--threads值为8/16/32
    tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1 | rush -j 2 \
      "humann --input temp/concat/{1}.fq  \
      --output temp/humann3/ --threads 3 --metaphlan-options '--bowtie2db /db/metaphlan4 --index mpa_vOct22_CHOCOPhlAnSGB_202212 --offline'"

    # 移动重要文件至humann3目录
    # $(cmd) 与 `cmd` 通常是等价的；`cmd`写法更简单，但要注意反引号是键盘左上角ESC下面的按键，$(cmd)更通用，适合嵌套使用
    for i in $(tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1); do  
       mv temp/humann3/${i}_humann_temp/${i}_metaphlan_bugs_list.tsv temp/humann3/
    done
    # 删除临时文件，极占用空间
    /bin/rm -rf temp/concat/* temp/humann3/*_humann_temp

(可选)单独运行MetaPhlAn4

    mkdir -p temp/humann3
    i=C1
    # 仅物种注释极快4p, 2m, 1m读取数据库
    time metaphlan --input_type fastq temp/qc/${i}_1.fastq \
      temp/humann3/${i}.txt --bowtie2db /db/metaphlan4 --index mpa_vOct22_CHOCOPhlAnSGB_202212 --offline \
      --nproc 4

## 2.3 物种组成表

**样品结果合并**

    mkdir -p result/metaphlan4
    # 合并、修正样本名、预览
    merge_metaphlan_tables.py temp/humann3/*_metaphlan_bugs_list.tsv | \
      sed 's/_metaphlan_bugs_list//g' | tail -n+2 | sed '1 s/clade_name/ID/' | sed '2i #metaphlan4'> result/metaphlan4/taxonomy.tsv
    csvtk -t stat result/metaphlan4/taxonomy.tsv
    head -n5 result/metaphlan4/taxonomy.tsv

**转换为stamp的spf格式**

    # metaphlan4较2增加更多unclassified和重复结果，用sort和uniq去除
    metaphlan_to_stamp.pl result/metaphlan4/taxonomy.tsv \
      |sort -r | uniq > result/metaphlan4/taxonomy.spf
    head result/metaphlan4/taxonomy.spf
    # STAMP不支持unclassified，需要过滤掉再使用
    grep -v 'unclassified' result/metaphlan4/taxonomy.spf > result/metaphlan4/taxonomy2.spf
    head result/metaphlan4/taxonomy2.spf
    # 下载metadata.txt和taxonomy2.spf使用stamp分析

## 2.4 功能组成分析

功能组成样本合并合并

    mkdir -p result/humann3
    humann_join_tables --input temp/humann3 \
      --file_name pathabundance \
      --output result/humann3/pathabundance.tsv
    # 样本名调整：删除列名多余信息
    sed -i 's/_Abundance//g' result/humann3/pathabundance.tsv
    # 统计和预览
    csvtk -t stat result/humann3/pathabundance.tsv
    head -n5 result/humann3/pathabundance.tsv

标准化为相对丰度relab(1)或百万比cpm(1,000,000)

    humann_renorm_table \
      --input result/humann3/pathabundance.tsv \
      --units relab \
      --output result/humann3/pathabundance_relab.tsv
    head -n5 result/humann3/pathabundance_relab.tsv

分层结果：功能和对应物种表(stratified)和功能组成表(unstratified)

    humann_split_stratified_table \
      --input result/humann3/pathabundance_relab.tsv \
      --output result/humann3/ 

### 差异比较和柱状图

两样本无法组间比较，在pcl层面替换为HMP数据进行统计和可视化。

*   输入数据：通路丰度表格 result/humann3/pathabundance.tsv和实验设计 result/metadata.txt
*   中间数据：包含分组信息的通路丰度表格文件 result/humann3/pathabundance.pcl
*   输出结果：result/humann3/associate.txt

在通路丰度中添加分组

    ## 提取样品列表
    head -n1 result/humann3/pathabundance.tsv | sed 's/# Pathway/SampleID/' | tr '\t' '\n' > temp/header
    ## 对应分组，本示例分组为第2列($2)，根据实际情况修改
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"}NR==FNR{a[$1]=$2}NR>FNR{print a[$1]}' result/metadata.txt temp/header | tr '\n' '\t'|sed 's/\t$/\n/' > temp/group
    # 合成样本、分组+数据
    cat <(head -n1 result/humann3/pathabundance.tsv) temp/group <(tail -n+2 result/humann3/pathabundance.tsv) \
      > result/humann3/pathabundance.pcl
    head -n5 result/humann3/pathabundance.pcl
    tail -n5 result/humann3/pathabundance.pcl

组间比较，样本量少无差异，结果为4列的文件：通路名字，通路在各个分组的丰度，差异P-value，校正后的Q-value。
演示数据2样本无法统计，此处替换为HMP的结果演示统计和绘图(上传hmp\_pathabund.pcl，替换pathabundance.pcl为hmp\_pathabund.pcl)。

    wget -c http://www.imeta.science/github/EasyMetagenome/result/humann2/hmp_pathabund.pcl
    /bin/cp -f hmp_pathabund.pcl result/humann3/
    # 设置输入文件名
    pcl=result/humann3/hmp_pathabund.pcl
    # 统计表格行、列数量
    csvtk -t stat ${pcl}
    head -n3 ${pcl} | cut -f 1-5
    # 按分组KW检验，注意第二列的分组列名
    humann_associate --input ${pcl} \
        --focal-metadatum Group --focal-type categorical \
        --last-metadatum Group --fdr 0.05 \
        --output result/humann3/associate.txt
    wc -l result/humann3/associate.txt
    head -n5 result/humann3/associate.txt

barplot展示通路的物种组成，如：腺苷核苷酸合成

    # 指定差异通路，如 P163-PWY / 1CMET2-PWY，--sort sum metadata 按丰度和分组排序 
    path=P163-PWY
    humann_barplot \
        --input ${pcl} --focal-feature ${path} \
        --focal-metadata Group --last-metadata Group \
        --output result/humann3/barplot_${path}.pdf --sort sum metadata 

### KEGG注释

支持GO、PFAM、eggNOG、level4ec、KEGG的D级KO等注释，详见`humann_regroup_table -h`。

    # 转换基因家族为KO(uniref90_ko)，可选eggNOG(uniref90_eggnog)或酶(uniref90_level4ec)
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do
      humann_regroup_table \
        -i temp/humann3/${i}_genefamilies.tsv \
        -g uniref90_ko \
        -o temp/humann3/${i}_ko.tsv
    done
    # 合并，并修正样本名
    humann_join_tables \
      --input temp/humann3/ \
      --file_name ko \
      --output result/humann3/ko.tsv
    sed -i '1s/_Abundance-RPKs//g' result/humann3/ko.tsv
    tail result/humann3/ko.tsv
    # 与pathabundance类似，可进行标准化renorm、分层stratified、柱状图barplot等操作

    # 分层结果：功能和对应物种表(stratified)和功能组成表(unstratified)
    humann_split_stratified_table \
      --input result/humann3/ko.tsv \
      --output result/humann3/ 
    wc -l result/humann3/ko*
    
    # KO合并为高层次L2, L1通路代码KO to level 1/2/3
    summarizeAbundance.py \
      -i result/humann3/ko_unstratified.tsv \
      -m ${db}/EasyMicrobiome/kegg/KO1-4.txt \
      -c 2,3,4 -s ',+,+,' -n raw \
      -o result/humann3/KEGG
    wc -l result/humann3/KEGG*
    
## 2.5 GraPhlAn图

    # metaphlan2 to graphlan
    conda activate humann2
    export2graphlan.py --skip_rows 1,2 -i result/metaphlan4/taxonomy.tsv \
      --tree temp/merged_abundance.tree.txt \
      --annotation temp/merged_abundance.annot.txt \
      --most_abundant 1000 --abundance_threshold 20 --least_biomarkers 10 \
      --annotations 3,4 --external_annotations 7
    # 参数说明见PPT，或运行 export2graphlan.py --help
    # graphlan annotation
    graphlan_annotate.py --annot temp/merged_abundance.annot.txt \
      temp/merged_abundance.tree.txt  temp/merged_abundance.xml
    # output PDF figure, annoat and legend
    graphlan.py temp/merged_abundance.xml result/metaphlan4/graphlan.pdf \
      --external_legends 
    # GraPhlAn Plot
    cd result
    bash ./taxonomy_modified.sh
    Rscript ./graphlan_plot55.r --input metaphlan4/taxonomy_modified.spf \
    	--design metadata.txt --type heatmap --output metaphlan4/Heat_Structures
    cd ..

## 2.6 LEfSe差异分析物种

*   输入文件：物种丰度表result/metaphlan2/taxonomy.tsv
*   输入文件：样品分组信息 result/metadata.txt
*   中间文件：整合后用于LefSe分析的文件 result/metaphlan2/lefse.txt，这个文件可以提供给www\.ehbio.com/ImageGP 用于在线LefSE分析
*   LefSe结果输出：result/metaphlan2/目录下lefse开头和feature开头的文件

前面演示数据仅有2个样本，无法进行差异比较。下面使用result12目录中由12个样本生成的结果表进行演示

    # 设置结果目录，自己的数据使用result，演示用result12
    result=result12
    # 如果没有，请下载演示数据
    wget -c http://www.imeta.science/db/EasyMetagenome/result12.zip
    unzip result12.zip

准备输入文件，修改样本品为组名(可手动修改)

    # 提取样本行替换为每个样本一行，修改ID为SampleID
    head -n1 $result/metaphlan2/taxonomy.tsv|tr '\t' '\n'|sed '1 s/ID/SampleID/' >temp/sampleid
    head -n3 temp/sampleid
    # 提取SampleID对应的分组Group(假设为metadata.txt中第二列$2)，替换换行\n为制表符\t，再把行末制表符\t替换回换行
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}NR==FNR{a[$1]=$2}NR>FNR{print a[$1]}' $result/metadata.txt temp/sampleid|tr '\n' '\t'|sed 's/\t$/\n/' >groupid
    cat groupid
    # 合并分组和数据(替换表头)
    cat groupid <(tail -n+2 $result/metaphlan2/taxonomy.tsv) > $result/metaphlan2/lefse.txt
    head -n3 $result/metaphlan2/lefse.txt

方法1. 推荐在线 <https://www.bic.ac.cn/ImageGP/> 中LEfSe一键分析

方法2. LEfSe命令行分析

    conda activate lefse
    result=result12
    # 格式转换为lefse内部格式
    lefse-format_input.py $result/metaphlan2/lefse.txt \
      temp/input.in -c 1 -o 1000000
    # 运行lefse(样本必须有重复和分组)
    run_lefse.py temp/input.in temp/input.res

    # 绘制物种树注释差异
    lefse-plot_cladogram.py temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_cladogram.pdf --format pdf

    # 绘制所有差异features柱状图
    lefse-plot_res.py temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_res.pdf --format pdf
        
    # 绘制单个features柱状图
    # 查看显著差异features，按丰度排序
    grep -v '-' temp/input.res | sort -k3,3n 
    # 手动选择指定feature绘图，如Firmicutes
    lefse-plot_features.py -f one --format pdf \
      --feature_name "k__Bacteria.p__Firmicutes" \
      temp/input.in temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_Firmicutes.pdf

    # 批量绘制所有差异features柱状图
    lefse-plot_features.py -f diff \
      --archive none --format pdf \
      temp/input.in temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_

## 2.7 Kraken2+Bracken物种注释和丰度估计

Kraken2可以快速完成读长(read)层面的物种注释和定量，还可以进行重叠群(contig)、基因(gene)、宏基因组组装基因组(MAG/bin)层面的序列物种注释。

    # 启动kraken2工作环境
    conda activate kraken2.1.3
    # 记录软件版本
    kraken2 --version # 2.1.2
    mkdir -p temp/kraken2

### Kraken2物种注释

输入：temp/qc/{1}_?.fastq 质控后的数据，{1}代表样本名；
参考数据库：-db ${db}/kraken2/pluspf16g/
输出结果：每个样本单独输出，temp/kraken2/中的{1}_report和{1}_output
整合物种丰度表输出结果：result/kraken2/taxonomy_count.txt 

(可选) 单样本注释，5m，50G大数据库较5G库注释比例提高10~20%。以C1为例，在2023/3/14版中，8g: 31.75%; 16g: 52.35%; 150g: 71.98%；同为16g，2023/10/9版本为63.88%

    # 根据电脑内存由小到大选择下面3个数据库
    # pluspf16g/pluspf(55G)/pluspfp(120G)
    type=pluspf16g
    # demon sample
    i=C1
    time kraken2 --db ${db}/kraken2/${type}/ \
      --paired temp/hr/${i}_?.fastq \
      --threads 2 --use-names --report-zero-counts \
      --report temp/kraken2/${i}.report \
      --output temp/kraken2/${i}.output

多样本并行生成report，1样本8线程逐个运行，内存大但速度快，不建议用多任务并行

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
      kraken2 --db ${db}/kraken2/${type} \
      --paired temp/hr/${i}_?.fastq \
      --threads 2 --use-names --report-zero-counts \
      --report temp/kraken2/${i}.report \
      --output temp/kraken2/${i}.output; done
      
使用krakentools转换report为mpa格式

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
      kreport2mpa.py -r temp/kraken2/${i}.report \
        --display-header -o temp/kraken2/${i}.mpa; done

合并样本为表格

    mkdir -p result/kraken2
    # 输出结果行数相同，但不一定顺序一致，要重新排序
    tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1 | rush -j 1 \
      'tail -n+2 temp/kraken2/{1}.mpa | LC_ALL=C sort | cut -f 2 | sed "1 s/^/{1}\n/" > temp/kraken2/{1}_count '
    # 提取第一样本品行名为表行名
    header=`tail -n 1 result/metadata.txt | cut -f 1`
    echo $header
    tail -n+2 temp/kraken2/${header}.mpa | LC_ALL=C sort | cut -f 1 | \
      sed "1 s/^/Taxonomy\n/" > temp/kraken2/0header_count
    head -n3 temp/kraken2/0header_count
    # paste合并样本为表格
    ls temp/kraken2/*count
    paste temp/kraken2/*count > result/kraken2/tax_count.mpa
    # 检查表格及统计
    csvtk -t stat result/kraken2/tax_count.mpa
    head -n 5 result/kraken2/tax_count.mpa

### Bracken丰度估计

参数简介：

*   -d为数据库，-i为输入kraken2报告文件
*   r是读长，此处为100，通常为150，o输出重新估计的值
*   l为分类级，可选域D、门P、纲C、目O、科F、属G、种S级别丰度估计
*   t是阈值，默认为0，越大越可靠，但可用数据越少

循环重新估计每个样品的丰度，请修改tax分别重新计算P和S各1次

    mkdir -p temp/bracken
    # 测序数据长度，通常为150，早期有100/75/50/25
    readLen=150
    # 20%样本中存在才保留
    prop=0.2
    # 设置分类级D,P,C,O,F,G,S，常用界D门P和属G种S
    for tax in D P G S;do
    # tax=S
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
        # i=C1
        bracken -d ${db}/kraken2/${type}/ \
          -i temp/kraken2/${i}.report \
          -r ${readLen} -l ${tax} -t 0 \
          -o temp/bracken/${i}.brk \
          -w temp/bracken/${i}.report; done
    # 需要确认行数一致才能按以下方法合并      
    wc -l temp/bracken/*.report
    # bracken结果合并成表: 需按表头排序，提取第6列reads count，并添加样本名
    tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1 | rush -j 1 \
      'tail -n+2 temp/bracken/{1}.brk | LC_ALL=C sort | cut -f6 | sed "1 s/^/{1}\n/" \
      > temp/bracken/{1}.count'
    # 提取第一样本品行名为表行名
    h=`tail -n1 result/metadata.txt|cut -f1`
    tail -n+2 temp/bracken/${h}.brk | LC_ALL=C sort | cut -f1 | \
      sed "1 s/^/Taxonomy\n/" > temp/bracken/0header.count
    # 检查文件数，为n+1
    ls temp/bracken/*count | wc
    # paste合并样本为表格，并删除非零行
    paste temp/bracken/*count > result/kraken2/bracken.${tax}.txt
    # 统计行列，默认去除表头
    csvtk -t stat result/kraken2/bracken.${tax}.txt
    # 按频率过滤，-r可标准化，-e过滤(microbiome_helper)
    Rscript ${db}/EasyMicrobiome/script/filter_feature_table.R \
      -i result/kraken2/bracken.${tax}.txt \
      -p ${prop} \
      -o result/kraken2/bracken.${tax}.${prop}
    # head result/kraken2/bracken.${tax}.${prop}
    done
    
    csvtk -t stat result/kraken2/bracken.?.txt
    csvtk -t stat result/kraken2/bracken.?.$prop

个性化结果筛选

    # 门水平去除脊索动物(人)
    grep 'Chordata' result/kraken2/bracken.P.${prop}
    grep -v 'Chordata' result/kraken2/bracken.P.${prop} > result/kraken2/bracken.P.${prop}-H

    # 按物种名手动去除宿主污染，以人为例(需按种水平计算相关结果)
    # 种水平去除人类P:Chordata,S:Homo sapiens
    grep 'Homo sapiens' result/kraken2/bracken.S.${prop}
    grep -v 'Homo sapiens' result/kraken2/bracken.S.${prop} \
      > result/kraken2/bracken.S.${prop}-H

分析后清理每条序列的注释大文件

    /bin/rm -rf temp/kraken2/*.output

#### 多样性和可视化

alpha多样性计算：Berger Parker’s (BP), Simpson’s (Si), inverse Simpson’s (ISi), Shannon’s (Sh) # Fisher’s (F)依赖scipy.optimize包，默认未安装

    echo -e "SampleID\tBerger Parker\tSimpson\tinverse Simpson\tShannon" > result/kraken2/alpha.txt
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do
        echo -e -n "$i\t" >> result/kraken2/alpha.txt
        for a in BP Si ISi Sh;do
            alpha_diversity.py -f temp/bracken/${i}.brk -a $a | cut -f 2 -d ':' | tr '\n' '\t' >> result/kraken2/alpha.txt
        done
        echo "" >> result/kraken2/alpha.txt
    done
    cat result/kraken2/alpha.txt

beta多样性计算
    
    beta_diversity.py -i temp/bracken/*.brk --type bracken \
      > result/kraken2/beta.txt
    cat result/kraken2/beta.txt

Krona图

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do
        kreport2krona.py -r temp/bracken/${i}.report -o temp/bracken/${i}.krona --no-intermediate-ranks
        ktImportText temp/bracken/${i}.krona -o result/kraken2/krona.${i}.html
    done

Pavian桑基图：https://fbreitwieser.shinyapps.io/pavian/ 在线可视化:，左侧菜单，Upload sample set (temp/bracken/*.report)，支持多样本同时上传；Sample查看结果，Configure Sankey配置图样式，Save Network下载图网页

多样性分析/物种组成，详见3StatPlot.sh，Kraken2结果筛选序列见附录


# 三、组装分析流程 Assemble-based


##  组装

    # 启动工作环境
    conda activate megahit
    
### MEGAHIT组装Assembly

    # 删除旧文件夹，否则megahit无法运行
    # /bin/rm -rf temp/megahit
    # 组装，10~30m，32p18s8h, TB级数据需几天至几周，MEGAHIT v1.2.9
    time megahit -t 3 \
        -1 `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/hr\//;s/$/_1.fastq/'|tr '\n' ','|sed 's/,$//'` \
        -2 `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/hr\//;s/$/_2.fastq/'|tr '\n' ','|sed 's/,$//'` \
        -o temp/megahit 
    # 统计大小通常300M~5G，如18s100G10h1.8G
    # 如果contigs太多，可以按长度筛选，降低数据量，提高基因完整度，详见附录megahit
    seqkit stat temp/megahit/final.contigs.fa
    # 预览重叠群最前6行，前60列字符
    head -n6 temp/megahit/final.contigs.fa | cut -c1-60

    # 备份重要结果
    mkdir -p result/megahit/
    ln -f temp/megahit/final.contigs.fa result/megahit/
    # 删除临时文件
    /bin/rm -rf temp/megahit/intermediate_contigs

### (可选)metaSPAdes精细组装

    # 精细但使用内存和时间更多，15~65m
    mkdir -p temp/metaspades
    /usr/bin/time -v -o metaspades.py.log metaspades.py -t 3 -m 100 \
      `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/qc\//;s/$/_1.fastq/'|sed 's/^/-1 /'| tr '\n' ' '` \
      `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/qc\//;s/$/_2.fastq/'|sed 's/^/-2 /'| tr '\n' ' '` \
      -o temp/metaspades
    # 查看软件时间User time和内存Maximum resident set size
    cat metaspades.py.log
    # 2.3M，contigs体积更大
    ls -sh temp/metaspades/contigs.fasta
    seqkit stat temp/metaspades/contigs.fasta

    # 备份重要结果
    mkdir -p result/metaspades/
    ln -f temp/metaspades/contigs.fasta result/metaspades/
    # 删除临时文件
    /bin/rm -rf temp/metaspades

注：metaSPAdes支持二、三代混合组装，见附录，此外还有OPERA-MS组装二、三代方案

---

### QUAST评估

    # QUAST评估，生成report文本tsv/txt、网页html、PDF等格式报告
    quast.py result/megahit/final.contigs.fa \
      -o result/megahit/quast -t 2

    # (可选) megahit和metaspades比较
    quast.py --label "megahit,metapasdes" \
        result/megahit/final.contigs.fa \
        result/metaspades/contigs.fasta \
        -o result/quast

    # (可选)metaquast评估，更全面，但需下载相关数据库，受网速影响可能时间很长(经常失败)
    # metaquast based on silva, and top 50 species genome, 18min
    time metaquast.py result/megahit/final.contigs.fa \
      -o result/megahit/metaquast

## 3.2 基因预测、去冗余和定量Gene prediction, cluster & quantitfy

### metaProdigal基因预测Gene prediction

    # 输入文件：组装的序列 result/megahit/final.contigs.fa
    # 输出文件：prodigal预测的基因序列 temp/prodigal/gene.fa
    # 基因大，可参考附录prodigal拆分基因文件，并行计算

    mkdir -p temp/prodigal
    # prodigal的meta模式预测基因，>和2>&1记录分析过程至gene.log。1.8G1.5h
    time prodigal -i result/megahit/final.contigs.fa \
        -d temp/prodigal/gene.fa \
        -o temp/prodigal/gene.gff \
        -p meta -f gff > temp/prodigal/gene.log 2>&1 
    # 查看日志是否运行完成，有无错误
    tail temp/prodigal/gene.log
    # 统计基因数量,6G18s3M
    seqkit stat temp/prodigal/gene.fa 
    # 统计完整基因数量，数据量大可只用完整基因部分
    grep -c 'partial=00' temp/prodigal/gene.fa 
    # 提取完整基因(完整片段获得的基因全为完整，如成环的细菌基因组)
    grep 'partial=00' temp/prodigal/gene.fa | cut -f1 -d ' '| sed 's/>//' > temp/prodigal/full_length.id
    seqkit grep -f temp/prodigal/full_length.id temp/prodigal/gene.fa > temp/prodigal/full_length.fa
    seqkit stat temp/prodigal/full_length.fa
    
    # 如果是单样本组装可批量运行
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
    	mkdir -p temp/prodigal/${i}/
    	prodigal -i result/megahit/${i}/final.contigs.fa \
            -d temp/prodigal/${i}/gene.fa \
            -o temp/prodigal/${i}/gene.gff \
            -p meta -f gff > temp/prodigal/${i}/gene.log 2>&1 
    done

### cd-hit基因聚类/去冗余cluster & redundancy

    # 输入文件：prodigal预测的基因序列 temp/prodigal/gene.fa
    # 输出文件：去冗余后的基因和蛋白序列：result/NR/nucleotide.fa, result/NR/protein.fa

    mkdir -p result/NR
    # aS覆盖度，c相似度，G局部比对，g最优解，T多线程，M内存0不限制
    # 2万基因2m，3M384p15m，2千万需要2000h，多线程可加速
    cd-hit-est -i temp/prodigal/gene.fa \
        -o result/NR/nucleotide.fa \
        -aS 0.9 -c 0.95 -G 0 -g 0 -T 0 -M 0
    # 统计非冗余基因数量，单次拼接结果数量下降不大，如3M-2M，多批拼接冗余度高
    grep -c '>' result/NR/nucleotide.fa
    # 翻译核酸为对应蛋白序列, --trim去除结尾的*
    seqkit translate --trim result/NR/nucleotide.fa \
        > result/NR/protein.fa 
    # 两批数据去冗余使用cd-hit-est-2d加速，见附录
    
    # 如果是单样本分箱可批量运行
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
    	mkdir -p result/NR/${i}
        cd-hit-est -i temp/prodigal/${i}/gene.fa \
            -o result/NR/${i}/nucleotide.fa \
            -aS 0.9 -c 0.95 -G 0 -g 0 -T 0 -M 0
        # 统计非冗余基因数量，单次拼接结果数量下降不大，多批拼接冗余度高
        grep -c '>' result/NR/${i}/nucleotide.fa
        # 翻译核酸为对应蛋白序列, --trim去除结尾的*
        seqkit translate --trim result/NR/${i}/nucleotide.fa \
            > result/NR/${i}/protein.fa 
    done

### salmon基因定量quantitfy

    # 输入文件：去冗余后的基因序列：result/NR/nucleotide.fa
    # 输出文件：Salmon定量：result/salmon/gene.count, gene.TPM

    mkdir -p temp/salmon
    salmon -v # 1.8.0

    # 建索引, -t序列, -i 索引，10s
    salmon index -t result/NR/nucleotide.fa \
      -p 3 -i temp/salmon/index 

    # 定量，l文库类型自动选择，p线程，--meta宏基因组
    i=C1
    salmon quant -i temp/salmon/index -l A -p 8 --meta \
        -1 temp/hr/${i}_1.fastq -2 temp/hr/${i}_2.fastq \
        -o temp/salmon/${i}.quant
    # 2个任务并行, 18s30m
    time tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1 | rush -j 2 \
      "salmon quant -i temp/salmon/index -l A -p 3 --meta \
        -1 temp/hr/{1}_1.fastq -2 temp/hr/{1}_2.fastq \
        -o temp/salmon/{1}.quant"

    # 合并
    mkdir -p result/salmon
    salmon quantmerge --quants temp/salmon/*.quant \
        -o result/salmon/gene.TPM
    salmon quantmerge --quants temp/salmon/*.quant \
        --column NumReads -o result/salmon/gene.count
    sed -i '1 s/.quant//g' result/salmon/gene.*

    # 预览结果表格
    head -n3 result/salmon/gene.*

## 3.3 功能基因注释Functional gene annotation

    # 输入数据：上一步预测的蛋白序列 result/NR/protein.fa
    # 中间结果：temp/eggnog/protein.emapper.seed_orthologs
    #           temp/eggnog/output.emapper.annotations
    #           temp/eggnog/output

    # COG定量表：result/eggnog/cogtab.count
    #            result/eggnog/cogtab.count.spf (用于STAMP)

    # KO定量表：result/eggnog/kotab.count
    #           result/eggnog/kotab.count.spf  (用于STAMP)

    # CAZy碳水化合物注释和定量：result/dbcan3/cazytab.count
    #                           result/dbcan3/cazytab.count.spf (用于STAMP)

    # 抗生素抗性：result/resfam/resfam.count
    #             result/resfam/resfam.count.spf (用于STAMP)

    # 这部分可以拓展到其它数据库

### eggNOG基因注释gene annotation(COG/KEGG/CAZy)

软件主页：https://github.com/eggnogdb/eggnog-mapper

    # 运行并记录软件版本
    conda activate eggnog
    emapper.py --version
    # emapper-2.1.7 / Expected eggNOG DB version: 5.0.2 
    # Diamond version found: diamond version 2.0.15

    # 运行emapper，18m，默认diamond 1e-3; 2M,32p,1.5h
    mkdir -p temp/eggnog
    time emapper.py --data_dir ${db}/eggnog \
      -i result/NR/protein.fa --cpu 3 -m diamond --override \
      -o temp/eggnog/output

    # 格式化结果并显示表头
    grep -v '^##' temp/eggnog/output.emapper.annotations | sed '1 s/^#//' \
      > temp/eggnog/output
    csvtk -t headers -v temp/eggnog/output

    # 生成COG/KO/CAZy丰度汇总表
    mkdir -p result/eggnog
    # 显示帮助
    summarizeAbundance.py -h
    # 汇总，7列COG_category按字母分隔，12列KEGG_ko和19列CAZy按逗号分隔，原始值累加
    summarizeAbundance.py \
      -i result/salmon/gene.TPM \
      -m temp/eggnog/output --dropkeycolumn \
      -c '7,12,19' -s '*+,+,' -n raw \
      -o result/eggnog/eggnog
    sed -i 's#^ko:##' result/eggnog/eggnog.KEGG_ko.raw.txt
    sed -i '/^-/d' result/eggnog/eggnog*
    head -n3 result/eggnog/eggnog*
    # eggnog.CAZy.raw.txt  eggnog.COG_category.raw.txt  eggnog.KEGG_ko.raw.txt

    # 添加注释生成STAMP的spf格式
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$2} NR>FNR{print a[$1],$0}' \
      ${db}/EasyMicrobiome/kegg/KO_description.txt \
      result/eggnog/eggnog.KEGG_ko.raw.txt | \
      sed 's/^\t/Unannotated\t/' \
      > result/eggnog/eggnog.KEGG_ko.TPM.spf
    head -n 5 result/eggnog/eggnog.KEGG_ko.TPM.spf
    # KO to level 1/2/3
    summarizeAbundance.py \
      -i result/eggnog/eggnog.KEGG_ko.raw.txt \
      -m ${db}/EasyMicrobiome/kegg/KO1-4.txt \
      -c 2,3,4 -s ',+,+,' -n raw --dropkeycolumn \
      -o result/eggnog/KEGG
    head -n3 result/eggnog/KEGG*
    
    # CAZy
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$2} NR>FNR{print a[$1],$0}' \
       ${db}/EasyMicrobiome/dbcan2/CAZy_description.txt result/eggnog/eggnog.CAZy.raw.txt | \
      sed 's/^\t/Unannotated\t/' > result/eggnog/eggnog.CAZy.TPM.spf
    head -n 3 result/eggnog/eggnog.CAZy.TPM.spf
    
    # COG
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$2"\t"$3} NR>FNR{print a[$1],$0}' \
      ${db}/EasyMicrobiome/eggnog/COG.anno result/eggnog/eggnog.COG_category.raw.txt > \
      result/eggnog/eggnog.COG_category.TPM.spf
    head -n 3 result/eggnog/eggnog.COG_category.TPM.spf


### CAZy碳水化合物酶

    # 比对CAZy数据库, 用时2~18m
    mkdir -p temp/dbcan3 result/dbcan3
    # --sensitive慢10倍，dbcan3e值为1e-102，此处以1e-3演示
    time diamond blastp \
      --db ${db}/dbcan3/CAZyDB \
      --query result/NR/protein.fa \
      --threads 2 -e 1e-3 --outfmt 6 --max-target-seqs 1 --quiet \
      --out temp/dbcan3/gene_diamond.f6
    wc -l temp/dbcan3/gene_diamond.f6
    # 提取基因与dbcan分类对应表，按Evalue值过滤，推荐1e-102，此处演示1e-3为了有足够结果
    format_dbcan2list.pl \
      -i temp/dbcan3/gene_diamond.f6 \
      -e 1e-3 \
      -o temp/dbcan3/gene.list 
    # 按对应表累计丰度，依赖
    summarizeAbundance.py \
      -i result/salmon/gene.TPM \
      -m temp/dbcan3/gene.list \
      -c 2 -s ',' -n raw --dropkeycolumn \
      -o result/dbcan3/TPM
    # 添加注释生成STAMP的spf格式，结合metadata.txt进行差异比较
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$2} NR>FNR{print a[$1],$0}' \
       ${db}/EasyMicrobiome/dbcan2/CAZy_description.txt result/dbcan3/TPM.CAZy.raw.txt | \
      sed 's/^\t/Unannotated\t/' \
      > result/dbcan3/TPM.CAZy.raw.spf
    head result/dbcan3/TPM.CAZy.raw.spf
    # 检查未注释数量，有则需要检查原因
    grep 'Unannotated' result/dbcan3/TPM.CAZy.raw.spf|wc -l

### CARD耐药基因

CARD在线分析平台：https://card.mcmaster.ca/ 
本地软件使用教程: https://github.com/arpcard/rgi
参考文献：http://doi.org/10.1093/nar/gkz935
结果说明：protein.json，在线可视化；protein.txt，注释基因列表

    mkdir -p result/card
    # 启动rgi环境和记录版本
    conda activate rgi6
    rgi main -v # 6.0.3
    
    # 简化蛋白ID
    cut -f 1 -d ' ' result/NR/protein.fa > temp/protein.fa
    # 这个错误忽略即可，不是报错，没有任何影响  grep: 写错误: 断开的管道
    grep '>' result/NR/protein.fa | head -n 3
    grep '>' temp/protein.fa | head -n 3
    # 蛋白层面注释ARG
    # rgi load -i $db/card/card.json --card_annotation $db/card/card.fasta
    time rgi main -i temp/protein.fa -t protein \
      -n 9 -a DIAMOND --include_loose --clean \
      -o result/card/protein
    head -n3 result/card/protein.txt
    # WARNING baeR ---> hsp.bits: 140.6 <class 'float'> ? <class 'str'>  Exception : <class 'KeyError'> -> '2885' -> Model(2885) missing in database. Please generate new database.
    # 新版软件与数据库bug，不影响主体结果
    
    # (可选)基因层面注释ARG 
    cut -f 1 -d ' ' result/NR/nucleotide.fa > temp/nucleotide.fa
    grep '>' temp/nucleotide.fa | head -n3
    rgi main -i temp/nucleotide.fa -t contig \
      -n 9 -a DIAMOND --include_loose --clean \
      -o result/card/nucleotide
    head -n3 result/card/nucleotide.txt
    
    # (可选)重叠群层面注释ARG
    cut -f 1 -d ' ' result/megahit/final.contigs.fa > temp/contigs.fa
    grep '>' temp/contigs.fa | head -n3
    rgi main -i temp/contigs.fa -t contig \
      -n 9 -a DIAMOND --include_loose --clean \
      -o result/card/contigs
    head result/card/contigs.txt

## 3.4 Kraken2基因物种注释

    # Generate report in default taxid output
    conda activate kraken2
    # 16g 48.5%, pf 60.4%, pfp 62.6%
    kraken2 --db ${db}/kraken2/pluspf16g \
      result/NR/nucleotide.fa \
      --threads 3 \
      --report temp/NRgene.report \
      --output temp/NRgene.output
    # Genes & taxid list
    grep '^C' temp/NRgene.output | cut -f 2,3 | sed '1 i Name\ttaxid' \
      > temp/NRgene.taxid
    # Add taxonomy
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$0} NR>FNR{print $1,a[$2]}' \
      $db/EasyMicrobiome/kraken2/taxonomy.txt \
      temp/NRgene.taxid > result/NR/nucleotide.tax
    conda activate eggnog 
    summarizeAbundance.py \
      -i result/salmon/gene.TPM \
      -m result/NR/nucleotide.tax  --dropkeycolumn \
      -c '2,3,4,5,6,7,8,9' -s ',+,+,+,+,+,+,+,' -n raw \
      -o result/NR/tax
    wc -l result/NR/tax*|sort -n

# 四、分箱挖掘单菌基因组Binning

## 4.1 MetaWRAP混合样本分箱 Samples binning

主页：https://github.com/bxlab/metaWRAP

教程: https://github.com/bxlab/metaWRAP/blob/master/Usage_tutorial.md

挖掘单菌基因组，需要研究对象复杂度越低、测序深度越大，结果质量越好。要求单样本6GB+，复杂样本如土壤推荐数据量30GB+，至少3个样本
 
演示数据12个样仅140MB，无法获得单菌基因组，这里使用官方测序数据演示讲解

软件和数据库布置需1-3天，演示数据分析过程超10h，30G样也需1-30天，由服务器性能决定。

    # 设置并进入工作目录
    wd=~/meta/binning
    mkdir -p ${wd} && cd ${wd}
    # 初始化项目
    mkdir -p temp/hr seq result
    # 启动metawrap环境
    conda activate metawrap
    mkdir -p temp/megahit
    cp -rf ../temp/megahit temp/megahit
    cp -rf ../temp/qc temp/hr

### 数据和环境变量 Data and enviroment

这里基于质控clean数据和拼接好的重叠群contigs，基于上游结果继续分析。由于上游测试数据过小，分箱无结果。 本次采用软件推荐的7G数据，我们进入一个新文件夹开展分析。
如果上游测试数据过小分箱吴结果，可下载通过百度网盘分享的文件：链接：https://pan.baidu.com/s/1HdHkp2Qk7ZDWfcsJZxuhrA 提取码：5678

输入输出文件介绍：

    # 输入：质控后序列，文件名格式为*_1.fastq和*_2.fastq，temp/qc 目录下，如C1_1.fastq、C1_2.fastq 
    # 组装的重叠群文件：result/megahit/final.contigs.fa

    # 输出：
    #     Binning结果：temp/binning
    #     提纯后的Bin统计结果：temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins.stats
    #     Bin定量结果文件和图：binning/temp/bin_quant/bin_abundance_table.tab 和 bin_abundance_heatmap.png
    #     Bin物种注释：binning/temp/bin_classify/bin_taxonomy.tab
    #     Prokka基因预测：binning/temp/bin_annotate/prokka_out/bin.*.ffn 核酸序列
    #     Bin可视化图表：binning/temp/bloblogy/final.contigs.binned.blobplot (数据表) 和 blobplot_figures (可视化图)

准备输入文件：原始数据+组装结果


    # 质控后数据位于temp/qc中，此处需下载并解压
    # 方法1. 直接拷贝
    /bin/cp -rf /db/metawrap/*.fastq ~/meta/binning/temp/hr/
    # 方法2. 在线下载
    cd temp/hr
    for i in `seq 7 9`;do
        wget -c ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/ERR011/ERR01134${i}/ERR01134${i}_1.fastq.gz
        wget -c ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/ERR011/ERR01134${i}/ERR01134${i}_2.fastq.gz
    done
    gunzip -k *.gz
    # 批量修改扩展名fq为fastq
    # rename .fq .fastq *.fq
    
    # megahit拼接结果
    cd ${wd}
    mkdir -p temp/megahit
    cd temp/megahit
    # 可从EasyMetagenome目录复制，或链接下载
    wget -c http://www.imeta.science/db/metawrap/final.contigs.fa.gz
    gunzip -k *.gz
    cd ${wd}

### 分箱Binning

    # 加载运行环境
    cd ${wd}
    conda activate metawrap
    metawrap -v # 1.3.2
    
    # 输入文件为contig和clean reads
    # 调用maxbin2, metabat2，8p2h，24p1h；-concoct 3h
    # 32p18s16-19h
    metawrap binning -o temp/binning \
      -t 3 -a temp/megahit/final.contigs.fa \
      --metabat2 --maxbin2 \
      temp/hr/*.fastq
    #  --concoct > /dev/null 2>&1 增加3~10倍计算量，添加/dev/null清除海量Warning信息

### 分箱提纯Bin refinement

    # 8线程2h， 24p 1.3h；2方法16p 20m
    metawrap bin_refinement \
      -o temp/bin_refinement \
      -A temp/binning/metabat2_bins/ \
      -B temp/binning/maxbin2_bins/ \
      -c 50 -x 10 -t 8
    # -C temp/binning/concoct_bins/ \
    # 统计高质量Bin的数量，2方法6个，3方法9个
    tail -n+2 temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins.stats|wc -l
    # 分析比较图见 temp/bin_refinement/figures/

所有分箱至同一目录All bins in one directory

    mkdir -p temp/drep_in
    # 混合组装分箱链接和重命名
    ln -s `pwd`/temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins/bin.* temp/drep_in/
    ls -l temp/drep_in/
    # 改名CentOS
    rename 'bin.' 'Mx_All_' temp/drep_in/bin.*
    # 改名Ubuntu
    rename s/bin./Mx_All_/ temp/drep_in/bin.*
    ls temp/drep_in/Mx*

## (可选Opt)单样本分箱Single sample binning

多样本受硬件、计算时间限制无法完成时，需要单样本组装、分箱。多样本信息丰度，分箱结果更多，更容易降低污染。详见：- [Nature Methods | 单样本与多样本宏基因组分箱的比较揭示了广泛存在的隐藏性污染](https://mp.weixin.qq.com/s/i5C-rCVhZyjRK_Dsk36vBQ)


**设置全局线程、并行任务数和筛选分箱的条件**

    # p:threads线程数,job任务数,complete完整度x:contaminate污染率
    conda activate metawrap
    p=16
    j=3
    c=50
    x=10

(可选)并行需要样本列表，请提前编写metadata.txt保存于result中

    # 快速读取文件生成样本ID列表再继续编写
    ls temp/hr/ | grep _1 | cut -f 1 -d '_' | sort -u | sed '1 i SampleID' > result/metadata.txt
    # 预览
    cat result/metadata.txt
    
**组装Assemble**

单样本并行组装；支持中断继续运行，18s6h，
    
    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j ${j} \
      "metawrap assembly -m 200 -t ${p} --megahit \
        -1 temp/hr/{}_1.fastq -2 temp/hr/{}_2.fastq \
        -o temp/megahit/{}"

    # 批量运行QUAST评估
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1`;do
        quast.py result/megahit/${i}/final.contigs.fa \
            -o result/megahit/${i}/quast -t 8
    done

**分箱binning**

单样本并行分箱，192p, 15m (concoct使用超多线程)；16p 2d/sample, >/dev/null 16p 12h/sample

    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j ${j} \
      "metawrap binning \
        -o temp/binning/{} -t ${p} \
        -a temp/megahit/{}/final_assembly.fasta \
        --metabat2 --maxbin2 --concoct \
        temp/hr/{}_*.fastq > /dev/null 2>&1" 

**分箱提纯bin refinement**

    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j ${j} \
      "metawrap bin_refinement \
      -o temp/bin_refinement/{} -t ${p} \
      -A temp/binning/{}/metabat2_bins/ \
      -B temp/binning/{}/maxbin2_bins/ \
      -C temp/binning/{}/concoct_bins/ \
      -c ${c} -x ${x} "
    # 分别为1,2,2个
    tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 1 \
      "tail -n+2 temp/bin_refinement/{}/metawrap_50_10_bins.stats|wc -l "

单样品分箱链接和重命名

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do
       ln -s `pwd`/temp/bin_refinement/${i}/metawrap_50_10_bins/bin.* temp/drep_in/
       # CentOS
       rename 'bin.' "Sg_${i}_" temp/drep_in/bin.*
       # Ubuntu
       rename "s/bin./Sg_${i}_/" temp/drep_in/bin.*
    done
    # 删除空白中无效链接
    /bin/rm -f temp/drep_in/*\*
    # 统计混合和单样本来源数据，10个混，5个单；不同系统结果略有差异
    ls temp/drep_in/|cut -f 1 -d '_'|uniq -c
    # 统计混合批次/单样本来源
    ls temp/drep_in/|cut -f 2 -d '_'|cut -f 1 -d '.' |uniq -c


## (可选Opt)分组分箱 Subgroup binning

样本>30或数据量>300G在1TB内存胖结点上完成混合组装和分箱可能内存不足、且时间>1周甚至1月，需要对研究相近条件、地点进行分小组，且每组编写一个metadata??.txt。

    conda activate metawrap
    # 小组ID: A1/A2/A3
    g=A1

**组装Assemble**：<30个或<300G样本，~12h
    
    metawrap assembly -m 600 -t 32 --megahit \
      -1 `tail -n+2 result/metadata${g}.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/hr\//;s/$/_1.fastq/'|tr '\n' ','|sed 's/,$//'` \
      -2 `tail -n+2 result/metadata${g}.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/hr\//;s/$/_2.fastq/'|tr '\n' ','|sed 's/,$//'` \
      -o temp/megahit_${g}

**分箱Binning**，~18h

    # 链接文件到临时位置
    mkdir -p temp/${g}/
    for i in `tail -n+2 result/metadata${g}.txt|cut -f1`;do
        ln -s `pwd`/temp/hr/${i}*.fastq temp/${g}/
    done
    # 按组分箱
    metawrap binning -o temp/binning_${g} \
      -t 32 -a temp/megahit_${g}/final_assembly.fasta \
      --metabat2 --maxbin2 \
      temp/${g}/*.fastq

**分箱提纯Bin refinement**

    metawrap bin_refinement \
      -o temp/bin_refinement_${g} \
      -A temp/binning_${g}/metabat2_bins/ \
      -B temp/binning_${g}/maxbin2_bins/ \
      -c 50 -x 10 -t 32
    # 统计高质量Bin的数量
    wc -l temp/bin_refinement_${g}/metawrap_50_10_bins.stats

**改名汇总 Rename & merge**

    mkdir -p temp/drep_in
    # 混合组装分箱链接和重命名
    ln -s `pwd`/temp/bin_refinement_${g}/metawrap_50_10_bins/bin.* temp/drep_in/
    # 改名
    rename "s/bin./Gp_${g}_/" temp/drep_in/bin.* # Ubuntu
    # rename 'bin.' "Gp_${g}_" temp/drep_in/bin.* # CentOS
    # 统计
    mkdir -p result/bin
    echo -n $g >> result/bin/groupNo.txt
    ls temp/drep_in/Gp_${g}_*|wc>> result/bin/groupNo.txt
    cat result/bin/groupNo.txt

## 4.2 dRep去冗余种/株基因组集

    # 进入虚拟环境drep和工作目录
    conda activate drep
    cd ${wd}

按种水平去冗余：6~40min，15个为10个，8个来自混拼，2个来自单拼

    mkdir -p temp/drep95
    # /bin/rm -rf temp/drep95/data/checkM
    time dRep dereplicate temp/drep95/ \
      -g temp/drep_in/*.fa  \
      -sa 0.95 -nc 0.30 -comp 50 -con 10 -p 5
    # 报错日志在temp/drep95/log/cmd_logs中查看，加-d显示更多
    ls temp/drep95/dereplicated_genomes/|cut -f 1 -d '_'|sort|uniq -c
    ls temp/drep95/dereplicated_genomes/|cut -f 1 -d '_'|sed 's/.fa//' > temp/drep95/data_tables/dereplicated_genomes.id
    # 代表与聚类的列表
    format_drep2cluster.pl -i temp/drep95/data_tables/Cdb.csv -d temp/drep95/data_tables/dereplicated_genomes.id -o temp/drep95/data_tables/Cdb.list -h header num

主要结果temp/drep95中：

*   非冗余基因组集：temp/drep95/dereplicated_genomes/*.fa
*   聚类信息表：temp/drep95/data_tables/Cdb.csv
*   聚类和质量图：temp/drep95/figures/*clustering*


(可选)按株水平99%去冗余，20-30min，本处也为10个

    mkdir -p temp/drep99
    time dRep dereplicate temp/drep99/ \
      -g temp/drep_in/*.fa \
      -sa 0.99 -nc 0.30 -comp 50 -con 10 -p 5
    ls -l temp/drep99/dereplicated_genomes/ | grep '.fa' | wc -l

## 4.3 CoverM基因组定量

    # 启动环境
    conda activate coverm
    mkdir -p temp/coverm
    
    # (可选)单样本测试, ERR011347 3min; A04
    i=A04
    time coverm genome --coupled temp/hr/${i}_1.fastq temp/hr/${i}_2.fastq \
      --genome-fasta-directory temp/drep95/dereplicated_genomes/ -x fa \
      -o temp/coverm/${i}.txt
    cat temp/coverm/${i}.txt
    
    # 并行计算, 4min: 尝试拆分2步，节省建索引时间
    tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 2 \
      "coverm genome --coupled temp/hr/{}_1.fastq temp/hr/{}_2.fastq -t 3 \
      --genome-fasta-directory temp/drep95/dereplicated_genomes/ -x fa \
      -o temp/coverm/{}.txt > temp/coverm/{}.log "

    # 结果合并
    mkdir -p result/coverm
    conda activate humann3
    sed -i 's/_1.fastq Relative Abundance (%)//' temp/coverm/*.txt
    humann_join_tables --input temp/coverm \
      --file_name txt \
      --output result/coverm/abundance.tsv
    csvtk -t stat result/coverm/abundance.tsv

    # 按组求均值，需要metadata中有3列且每个组有多个样本
    Rscript ${db}/EasyMicrobiome/script/otu_mean.R --input result/coverm/abundance.tsv \
      --metadata result/metadata.txt \
      --group Group --thre 0 \
      --scale TRUE --zoom 100 --all TRUE --type mean \
      --output result/coverm/group_mean.txt
    # https://www.bic.ac.cn/ImageGP/ 直接选择热图可视化

## 4.4 GTDB-tk物种注释和进化树

启动软件所在虚拟环境

    conda activate gtdbtk2.4
    export GTDBTK_DATA_PATH="${db}/gtdb"
    gtdbtk -v # 2.4.0
    
代表性细菌基因组物种注释

    mkdir -p temp/gtdb_classify
    # 10个基因组，24p，100min 152G内存; 6p, 22基因组，1h
    gtdbtk classify_wf \
        --genome_dir temp/drep95/dereplicated_genomes \
        --out_dir temp/gtdb_classify \
        --extension fa --skip_ani_screen \
        --prefix tax \
        --cpus 6
    # less -S按行查看，按q退出
    less -S temp/gtdb_classify/tax.bac120.summary.tsv
    less -S temp/gtdb_classify/tax.ar53.summary.tsv


代表种注释：以上面鉴定的10个种为例，注意扩展名要与输入文件一致，可使用压缩格式gz。主要结果文件描述：此9个细菌基因组在tax.bac120.summary.tsv。古菌在tax.ar53开头的文件中。

(可选)所有MAG物种注释

    mkdir -p temp/gtdb_all
    # 10000个基因组，32p，100min
    time gtdbtk classify_wf \
        --genome_dir temp/drep_in/ \
        --out_dir temp/gtdb_all \
        --extension fa --skip_ani_screen \
        --prefix tax \
        --cpus 6
    less -S temp/gtdb_all/tax.bac120.summary.tsv
    less -S temp/gtdb_all/tax.ar53.summary.tsv
    
    
多序列对齐结果建树

    # 以9个细菌基因组的120个单拷贝基因建树，1s
    mkdir -p temp/gtdb_infer
    gtdbtk infer --msa_file temp/gtdb_classify/align/tax.bac120.user_msa.fasta.gz \
        --out_dir temp/gtdb_infer --prefix tax --cpus 3

树文件`tax.unrooted.tree`可使用iTOL在线美化，也可使用GraphLan本地美化。

制作树注释文件：以gtdb-tk物种注释(tax.bac120.summary.tsv)和drep基因组评估(Widb.csv)信息为注释信息

    mkdir -p result/itol
    # 制作分类学表
    tail -n+2 temp/gtdb_classify/tax.bac120.summary.tsv|cut -f 1-2|sed 's/;/\t/g'|sed '1 s/^/ID\tDomain\tPhylum\tClass\tOrder\tFamily\tGenus\tSpecies\n/' \
      > result/itol/tax.txt
    head result/itol/tax.txt
    # 基因组评估信息
    sed 's/,/\t/g;s/.fa//' temp/drep95/data_tables/Widb.csv|cut -f 1-7,11|sed '1 s/genome/ID/' \
      > result/itol/genome.txt
    head result/itol/genome.txt
    # 整合注释文件
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$0} NR>FNR{print $0,a[$1]}' result/itol/genome.txt result/itol/tax.txt|cut -f 1-8,10- > result/itol/annotation.txt
    head result/itol/annotation.txt
    # 添加各样本相对丰度(各组替换均值)
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$0} NR>FNR{print $0,a[$1]}' <(sed '1 s/Genome/ID/' result/coverm/abundance.tsv) result/itol/annotation.txt|cut -f 1-15,17- > result/itol/annotation2.txt
    head result/itol/annotation2.txt    

### CheckM2重新评估

    conda activate checkm2
    mkdir -p temp/checkm2 result/checkm2
    # 10 genomes, 2m
    time checkm2 predict --input temp/drep95/dereplicated_genomes/*   --output-directory temp/checkm2 --threads 8
    ln temp/checkm2/quality_report.tsv result/checkm2/
    # 查看结果
    less result/checkm2//quality_report.tsv 

# 5 (可选)单菌基因组

## 5.1 Fastp质量控制

    # 每个样本~30s，173个j2共
    mkdir -p temp/qc/ 
    time tail -n+2 result/metadata.txt | cut -f1 | rush -j 2 \
      "time fastp -i seq/{1}_1.fq.gz -I seq/{1}_2.fq.gz \
        -j temp/qc/{1}_fastp.json -h temp/qc/{1}_fastp.html \
        -o temp/qc/{1}_1.fastq -O temp/qc/{1}_2.fastq \
        > temp/qc/{1}.log 2>&1"

## 5.2 metaspades组装

    conda activate megahit
    spades.py -v # v3.15.4，>3.14.0才支持--isolate模式
    mkdir -p temp/spades result/spades
    # 127 genoms, 1m17s
    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 3 \
	"spades.py --pe1-1 temp/qc/{1}_1.fastq \
	  --pe1-2 temp/qc/{1}_2.fastq \
	  -t 16 --isolate --cov-cutoff auto \
	  -o temp/spades/{1}" 
	
	# 筛选>1k的序列并汇总、统计
    time tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 3 \
	  "seqkit seq -m 1000 temp/spades/{1}/contigs.fasta \
	    > temp/spades/{1}.fa"
	  seqkit stat temp/spades/*.fa | sed 's/temp\/spades\///;s/.fa//' > result/spades/stat1k.txt

## 5.3 checkm质量评估

checkm评估质量

    conda activate drep
    checkm # CheckM v1.1.2
  	mkdir -p temp/checkm result/checkm
  	# 127 genoms, 1m17s
  	time checkm lineage_wf -t 8 -x fa temp/spades/ temp/checkm
  	# format checkm jason to tab
  	checkmJason2tsv.R -i temp/checkm/storage/bin_stats_ext.tsv \
  	  -o temp/checkm/bin_stats.txt
      csvtk -t  pretty temp/checkm/bin_stats.txt | less
	
(可选)checkm2评估(测试中...)

    conda activate checkm2
  	mkdir -p temp/checkm2
  	time checkm2 predict --threads 8 --input temp/spades/ --output-directory temp/checkm2
	
筛选污染和高质量基因组 >5% contamination and high quailty

  	awk '$5<90 || $10>5' temp/checkm/bin_stats.txt | csvtk -t cut -f 1,5,10,4,9,2 > temp/checkm/contamination5.txt
  	tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|wc -l 
  	# 筛选高质量用于下游分析 <5% high-quality for down-stream analysis
  	awk '$5>=90 && $10<=5' temp/checkm/bin_stats.txt | csvtk -t cut -f 1,5,10,4,9,2 | sed '1 i ID\tCompleteness\tContamination\tGC\tN50\tsize' > result/checkm/Comp90Cont5.txt
  	tail -n+2 result/checkm/Comp90Cont5.txt|wc -l 
  	# 链接高质量基因组至新目录，单菌完整度通常>99%
  	mkdir -p temp/drep_in/
  	for n in `tail -n+2 result/checkm/Comp90Cont5.txt|cut -f 1`;do
  	  ln temp/spades/${n}.fa temp/drep_in/
  	done


## 5.4 混菌metawarp分箱

分箱和提纯binning & refinement

    conda activate metawrap
    mkdir -p temp/binning temp/bin
    time tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|cut -f1|rush -j 3 \
      "metawrap binning \
        -o temp/binning/{} -t 8 \
        -a temp/spades/{}/contigs.fasta \
        --metabat2 --maxbin2 \
        temp/qc/{}_*.fastq" 
    time tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|cut -f1|rush -j 15 \
      "metawrap bin_refinement \
      -o temp/bin/{} -t 8 \
      -A temp/binning/{}/metabat2_bins/ \
      -B temp/binning/{}/maxbin2_bins/ \
      -c 50 -x 10"

分箱结果汇总

  	echo -n -e "" > temp/bin/metawrap.stat
  	for m in `tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|cut -f1`;do
  	  echo ${m} >> temp/bin/metawrap.stat
  	  cut -f1-4,6-7 temp/bin/${m}/metawrap_50_10_bins.stats >> temp/bin/metawrap.stat
  	done
  	# 分箱后的按b1,b2,b3重命名共培养，单菌也可能减少污染
  	for m in `tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|cut -f1`;do
          c=1
      	for n in `tail -n+2 temp/bin/$m/metawrap_50_10_bins.stats|cut -f 1`;do
      	  cp temp/bin/$m/metawrap_50_10_bins/${n}.fa temp/drep_in/${m}b${c}.fa
      	  ((c++))
  	done
  	done

分箱前后统计比较

    # 如107个测序分箱为352个基因组，共418个基因组
  	tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|wc -l
  	ls temp/drep_in/*b?.fa | wc -l
  	ls temp/drep_in/*.fa | wc -l
  	# 重建新ID列表，A代表所有，B代表Bin分箱过的单菌
  	ls temp/drep_in/*.fa|cut -f 3 -d '/'|sed 's/.fa//'|sed '1 i ID'|less -S>result/metadataA.txt
  	ls temp/drep_in/*b?.fa|cut -f 3 -d '/'|sed 's/.fa//'|sed '1 i ID'|less -S>result/metadataB.txt

可视化混菌中覆盖度分布，以第一污染菌为例
    
    mkdir -p temp/cov
    for i in `tail -n+2 temp/checkm/contamination5.txt|cut -f1`;do
    grep '>' temp/drep_in/${i}*|cut -f 3 -d '/'|sed 's/.fa:>NODE//'|cut -f 1,2,4,6 -d '_'|sed 's/_/\t/g'|sed '1i Genome\tContig\tLength\tvalue' > temp/cov/${i}
    sp_scatterplot2.sh -f temp/cov/${i} -X Contig -Y value -c Genome -s Length -O `tail -n+2 temp/cov/${i}|cut -f2|uniq|awk '{print "\""$1"\""}'|tr "\n" ","|sed 's/,$//'` -w 40 -u 12.5
    done


## 5.5 drep基因组去冗余

  	mkdir -p temp/drep95/ temp/drep99/
  	conda activate drep
  	ls temp/drep_in/*.fa|wc -l
  	# 相似度sa 0.99995 去重复, 0.99 株水平, 0.95 种水平
  	dRep dereplicate \
  	  -g temp/drep_in/*.fa \
  	  -sa 0.99 -nc 0.3 -p 16 -comp 50 -con 10 \
  	  temp/drep99
  	ls temp/drep99/dereplicated_genomes/|wc -l
  	dRep dereplicate \
  	  -g temp/drep_in/*.fa \
  	  -sa 0.95 -nc 0.3 -p 16 -comp 50 -con 10 \
  	  temp/drep95
  	# 统计使用基因组数量丢弃stat total used genomes no discard
  	grep 'passed checkM' temp/drep95/log/logger.log|sed 's/[ ][ ]*/ /g'|cut -f 4 -d ' '
  	# 去冗余后数量，418变为49种
  	ls temp/drep95/dereplicated_genomes/|wc -l
  	# 唯一和重复的基因组unique and duplicate genome
  	csvtk cut -f 11 temp/drep95/data_tables/Widb.csv | sort | uniq -c
  	# 整理种列表
  	echo "SampleID" > result/metadataS.txt
  	ls temp/drep95/dereplicated_genomes/|sed 's/\.fa//' >> result/metadataS.txt
  	# 基因组信息genomeInfo.csv 
  	sed 's/,/\t/g;s/.fa//' temp/drep95/data_tables/genomeInfo.csv |sed '1 s/genome/ID/' > result/gtdb_all/genome.txt

    # 非冗余菌定量
    conda activate coverm
    mkdir -p temp/coverm result/coverm
    # (可选)单样本测试, 3min
    i=X001
    time coverm genome --coupled temp/qc/${i}_1.fastq temp/qc/${i}_2.fastq \
      --genome-fasta-directory temp/drep95/dereplicated_genomes/ -x fa \
      -o temp/coverm/${i}.txt -t 32
    cat temp/coverm/${i}.txt
    # 并行计算, 173样本4min
    tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|rush -j 4 \
      "coverm genome --coupled temp/qc/{}_1.fastq temp/qc/{}_2.fastq \
      --genome-fasta-directory temp/drep95/dereplicated_genomes/ -x fa \
      -o temp/coverm/{}.txt -t 32"
    # 结果合并
    conda activate humann3
    sed -i 's/_1.fastq Relative Abundance (%)//' temp/coverm/*.txt
    humann_join_tables --input temp/coverm \
      --file_name txt \
      --output result/coverm/abundance.tsv    

## 5.6 gtdb物种注释

  	conda activate gtdbtk2.3
  	
  	# 所有基因组注释，400g, 1h, 1T
  	mkdir -p temp/gtdb_all result/gtdb_all
  	memusg -t gtdbtk classify_wf \
  	  --genome_dir temp/drep_in/ \
  	  --out_dir temp/gtdb_all/ \
        --extension fa --skip_ani_screen \
        --prefix tax \
        --cpus 16
      
  	# 95%聚类种基因组注释，40g, 1h, 500G
  	mkdir -p temp/gtdb_95 result/gtdb_95
  	# Taxonomy classify 
  	memusg -t gtdbtk classify_wf \
  	  --genome_dir temp/drep95/dereplicated_genomes/ \
  	  --out_dir temp/gtdb_95 \
        --extension fa --skip_ani_screen \
        --prefix tax \
        --cpus 8
  	# Phylogenetic tree infer
  	memusg -t gtdbtk infer \
  	  --msa_file temp/gtdb_95/align/tax.bac120.user_msa.fasta.gz \
  	  --out_dir temp/gtdb_95 \
  	  --cpus 8 --prefix g >> temp/gtdb_95/infer.log 2>&1
  	ln `pwd`/temp/gtdb_95/infer/intermediate_results/g.unrooted.tree result/gtdb_95/
  
  	# 细菌format to standard 7 levels taxonomy 
  	tail -n+2 temp/gtdb_95/classify/tax.bac120.summary.tsv|cut -f 1-2|sed 's/;/\t/g'|sed '1 s/^/ID\tKingdom\tPhylum\tClass\tOrder\tFamily\tGenus\tSpecies\n/' > result/gtdb_95/tax.bac.txt
  	# 古菌(可选)
  	tail -n+2 temp/gtdb_95/classify/tax.ar122.summary.tsv|cut -f 1-2|sed 's/;/\t/g'|sed '1 s/^/ID\tKingdom\tPhylum\tClass\tOrder\tFamily\tGenus\tSpecies\n/' > result/gtdb_95/tax.ar.txt
  	cat result/gtdb_95/tax.bac.txt <(tail -n+2 result/gtdb_95/tax.ar.txt) > result/gtdb_95/tax.txt
  	
  	# Widb.csv 非冗余基因组信息
  	sed 's/,/\t/g;s/.fa//' temp/drep95/data_tables/Widb.csv|cut -f 1-7,11|sed '1 s/genome/ID/' > result/gtdb_95/genome.txt
  	# 整合物种注释和基因组信息 Integrated taxonomy and genomic info 
  	awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$0} NR>FNR{print $0,a[$1]}' result/gtdb_95/genome.txt result/gtdb_95/tax.txt|cut -f 1-8,10- > result/gtdb_95/annotation.txt
  	# csvtk -t headers -v result/gtdb_95/annotation.txt
	
  	# 制作itol files
  	cd result/gtdb_95
  	table2itol.R -D plan1 -a -c double -i ID -l Genus -t %s -w 0.5 annotation.txt
  	table2itol.R -D plan2 -a -d -c none -b Phylum -i ID -l Genus -t %s -w 0.5 annotation.txt
  	table2itol.R -D plan3 -c keep -i ID -t %s annotation.txt
  	table2itol.R -D plan4 -a -c factor -i ID -l Genus -t %s -w 0 annotation.txt
  	# Stat each level
  	echo -e 'Taxonomy\tKnown\tNew' > tax.stat
  	for i in `seq 2 8`;do
  	  head -n1 tax.txt|cut -f ${i}|tr '\n' '\t' >> tax.stat
  	  tail -n+2 tax.txt|cut -f ${i}|grep -v '__$'|sort|uniq -c|wc -l|tr '\n' '\t' >> tax.stat
  	  tail -n+2 tax.txt|cut -f ${i}|grep '__$'|wc -l >> tax.stat; done
  	cat tax.stat
  	tail -n+2 tax.txt|cut -f3|sort|uniq -c|awk '{print $2"\t"$1}'|sort -k2,2nr > count.phylum
  	cat count.phylum
  	cd ../..

## 5.7 功能注释eggnog/dbcan/arg/antismash

基因注释

  	mkdir -p temp/prodigal
  	conda activate eggnog
      prodigal -v # V2.6.3
      # 50g, 31s, 4m
      time tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1|rush -j 10 \
  	"prodigal \
  	  -i temp/drep95/dereplicated_genomes/{1}.fa \
  	  -o temp/prodigal/{1}.gff  \
  	  -a temp/prodigal/{1}.faa \
  	  -d temp/prodigal/{1}.ffn \
  	  -p single -f gff" 
  	seqkit stat temp/prodigal/*.ffn | sed 's/temp\/prodigal\///;s/\.ffn//;s/[[:blank:]]\{1,\}/\t/g' | cut -f 1,3-  \
  	  > result/prodigal.txt

碳水化合物注释

    mkdir -p temp/dbcan3 result/dbcan3
    time tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1|rush -j 9 \
  	"diamond blastp \
  	  --db ${db}/dbcan3/CAZyDB \
  	  --query temp/prodigal/{1}.faa \
  	  --outfmt 6 --threads 8 --quiet --log \
  	  --evalue 1e-102 --max-target-seqs 1 --sensitive \
  	  --block-size 6 --index-chunks 1 \
  	  --out temp/dbcan3/{1}_diamond.f6"
  	wc -l temp/dbcan3/*.f6|head -n-1|awk '{print $2"\t"$1}'|cut -f3 -d '/'|sed 's/_diamond.f6//'|sed '1 i ID\tCAZy'|less -S > result/dbcan3/gene.count
  	# format blast2genelist
  	for i in `tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1`;do
  	format_dbcan3list.pl \
  	  -i temp/dbcan3/${i}_diamond.f6 \
  	  -o temp/dbcan3/${i}.list
  	done
  	# CAZy type count
  	for i in `tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1`;do
  	  tail -n+2 temp/dbcan3/${i}.list|cut -f2|sort|uniq -c|awk '{print $2"\t"$1}'|sed "1 i CAZy\t${i}"|less -S > temp/dbcan3/${i}_CAZy.tsv
  	done
  	# merge2table
  	conda activate humann3
  	humann_join_tables \
  	  --input temp/dbcan3/ --file_name CAZy \
  	  --output result/dbcan3/cazy.txt
  	csvtk -t stat result/dbcan3/cazy.txt
  	# merge to level1
  	paste <(cut -f1 result/dbcan3/cazy.txt) <(cut -f1 result/dbcan3/cazy.txt|tr '0-9' ' '|sed 's/ //g') | sed '1 s/\tCAZy/\tLevel1/' >  result/dbcan3/cazy.L1
  	summarizeAbundance.py \
  	  -i result/dbcan3/cazy.txt \
  	  -m result/dbcan3/cazy.L1 \
  	  -c 2 -s ',' -n raw  --dropkeycolumn \
  	  -o result/dbcan3/sum
  	# 基因相似度
  	echo -e 'Name\tCAZy\tIdentity\tGenome' > result/dbcan3/identity.txt
  	for i in `tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1`;do
  	  csvtk -t replace -f 2 -p "\d+" -r "" temp/dbcan3/${i}.list | uniq | tail -n+2 | sed "s/$/\t${i}/" >> result/dbcan3/identity.txt
  	done
  	csvtk -t stat result/dbcan3/identity.txt
  	sp_boxplot.sh -f result/dbcan3/identity.txt -m T -F CAZy -d Identity

耐药基因

  	mkdir -p temp/card result/card
    conda activate rgi6
    # load database 加载数据库
    rgi load -i ${db}/card/card.json \
    	--card_annotation ${db}/card/card.fasta --local
    	# Annotation 蛋白注释
    	# 默认为0, --include_loose 可极大增加结果，519/4657=11.14%;  --exclude_nudge结果不变，但jason为空
    time for i in `tail -n+2 result/metadataS.txt|cut -f1`;do
    	# i=X004b2
    	cut -f 1 -d ' ' temp/prodigal/${i}.faa | sed 's/\*//' > temp/prodigal/protein_${i}.fa
    	rgi main \
    	--input_sequence temp/prodigal/protein_${i}.fa \
    	--output_file temp/card/${i} \
    	--input_type protein --clean \
    	--num_threads 8 --alignment_tool DIAMOND > temp/log 2>&1
    done

    mkdir -p temp/ARG
    for FILE in temp/card/*.txt; do
    # 获取文件名的基本部分
    BASENAME=$(basename "$FILE")
    OUTPUT="temp/ARG/${BASENAME}"

    # 提取第1列，第17列和第28列，并写入对应的输出文件
    awk -F'\t' -v OFS='\t' 'BEGIN {print "ORF_ID"} NR>1 {print $1}' "$FILE" > "$OUTPUT"
    done

    # 处理每个输出文件
    for file in temp/ARG/*.txt; do
        # 去掉回车符并更新文件
        awk -v fname="${file%.txt}" 'BEGIN {FS=OFS="\t"} {gsub(/\r/, ""); if (NR==1) print $0, fname; else print $1, $2, 1}' "$file" > "${file%.txt}_updated.txt"
        echo "$file 处理完成"
    done

    mkdir -p temp/ARG_updated
    mv temp/ARG/*updated.txt temp/ARG_updated
    # merge2table
    conda activate humann3
    humann_join_tables \
      --input temp/ARG_updated/ --file_name Mx_All \
      --output temp/ARG_updated/ARG.tsv
    sed -i 's/\t\t/\t1\t/g; s/\t$/\t1/' temp/ARG_updated/ARG.tsv
    
    mkdir -p temp/ARG2
    # 获取ORF_ID对应的基因和抗生素注释
    for FILE in temp/card/*.txt; do
        # 获取文件名的基本部分
        BASENAME=$(basename "$FILE")
        OUTPUT="temp/ARG2/${BASENAME}"
        # 提取第17列和第28列，并写入对应的输出文件
        awk -F'\t' -v OFS='\t' 'BEGIN {print "ORF_ID", "AMR_Gene_Family", "Antibiotic"} NR>1 {print $1, $17, $28}' "$FILE" > "$OUTPUT"
    done
    
    for FILE in temp/card/*.txt; do
        # 获取文件名的基本部分
        BASENAME=$(basename "$FILE")
        OUTPUT="temp/ARG2/${BASENAME}"
        # 提取第17列和第28列，并写入对应的输出文件
        awk -F'\t' -v OFS='\t' 'NR>1 {print $1, $17, $28}' "$FILE" > "$OUTPUT"
    done
    cat temp/ARG2/*.txt > temp/ARG2/annotation.txt
    echo -e "ORF_ID\tAMR_Gene_Family\tAntibiotic\n$(cat temp/ARG2/annotation.txt)" > temp/ARG2/annotation.txt
    
    #排序ORF_ID列，合并ARG2/annotation.txt和ARG/updated/ARG.txt,保存为ARG_final.tsv
    sed -n '1p' temp/ARG_updated/ARG.tsv > temp/ARG_updated/sorted_ARG.tsv
    sed -n '1!p' temp/ARG_updated/ARG.tsv | sort -k1,1 >> temp/ARG_updated/sorted_ARG.tsv
    sed -n '1p' temp/ARG2/annotation.txt > temp/ARG2/sorted_annotation.txt
    sed -n '1!p' temp/ARG2/annotation.txt | sort -k1,1 >> temp/ARG2/sorted_annotation.txt
    join -t $'\t' -1 1 -2 1 temp/ARG_updated/sorted_ARG.tsv temp/ARG2/sorted_annotation.txt > temp/ARG2/ARG_final.tsv


# 6 (可选)泛基因组

利用宏基因组测序数据进行泛基因组分析，首先需要确定要分析泛基因组的对象，比如Alistipes属或者Alistipes putredinis菌种，这里的流程以Alistipes putredinis为例进行泛基因组数据的挖掘分析

## 6.1 从NCBI下载基因组

    # 从NCBI上获取assembly_summary_refseq.txt文件
    mkdir -p temp/metapangenome
    cd temp/metapangenome
    wget -c https://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/genomes/refseq/assembly_summary_refseq.txt

    assemblyFile="assembly_summary_refseq.txt"
    taxa="Alistipes_putredinis"
    taxDir="Alistipes_putredinis"

    mkdir ncbi_genomes
    mkdir ncbi_genomes/$taxDir

    for taxon in $taxa; do
    taxonSafe=$(echo $taxon | tr ' ' '_')
    taxonGrep=$(echo $taxon | tr '_' ' ')
    # 基因组ftp地址
    ftpDir=$(grep "$taxonGrep" $assemblyFile | awk -F"\t" '{print $20}')
    cd ncbi_genomes/$taxDir

    for dirPath in $ftpDir; do
    # 获取ID
    genomeID=$(echo "$dirPath" | sed 's/^.*\///g')
    # 获取基因组链接
    ftpPath="$dirPath/${genomeID}_genomic.fna.gz"
    # 重命名
    friendlyName=$(grep "$genomeID" ../../$assemblyFile | awk -F"\t" '{print $8}' | awk '{print $1 FS $2}' | tr -d '_,.-' | sed -E 's/^(.)[A-z0-9]* ([A-z0-9]{2}).*$/\1\2/')
    deflineName=$(grep "$genomeID" ../../$assemblyFile | awk -F"\t" '{print $8 " " $9}' | sed 's/strain=//' | tr ' -' '_' | tr -d '/=(),.')
    genomeID="${friendlyName}_$genomeID"
    # 下载并解压
    wget $ftpPath -O $genomeID.fa.gz
    gunzip $genomeID.fa.gz
    # 序列信息重命名
    awk -v defline="$deflineName" '/^>/{print ">" defline "_ctg" (++i)}!/^>/' $genomeID.fa >> temp.txt
    mv temp.txt $genomeID.fa
    done
    done

    # 加入自有数据得到的对应细菌基因组
    # 非冗余基因组集位置：temp/drep95/dereplicated_genomes/*.fa
    # 非冗余基因组分类信息位置：temp/gtdb_classify
    # 需要根据分类信息找到分析物种或类群的基因组，然后与NCBI下载的基因组文件合并为1个文件
    cp temp/drep95/dereplicated_genomes/Mx_All_55.fa ./ncbi_genomes/Alistipes_putredinis/Mx_All_55.fa
    cp ./ncbi_genomes/Alistipes_putredinis/Mx_All_55.fa ./ncbi_genomes/Alistipes_putredinis/Mx_All_55.fna

    # 由于每一个基因组文件里面包含多条序列，需要将多条序列合并为1条
    # Directory containing the files
    input_dir="ncbi_genomes/Alistipes_putredinis/"

    # 循环处理每一个fna文件
    for file in "$input_dir"/*.fna; do
      filename=$(basename "$file")
      output_file="${file%.fna}_merged_sequence.fna"
      awk '/^>/{if (seqlen){print seq} if (NR==1){print} seq=""; seqlen=0; next} {seq=seq $0; seqlen+=length($0)} END{print seq}' "$file" > "$output_file"
    done

    # 合并NCBI下载多个基因组文件并修改格式
    cat "$input_dir"/*merged_sequence.fna > $species-isolates.fa

    ## 获取fa文件的head信息
    conda activate anvio-8
    grep '^>' Alistipes-putredinis-isolates.fa > headers01.txt
    ## 在开始时清理 contig 文件中的 fasta序列的head信息，以确保下游操作顺利进行
    species="Alistipes-putredinis"
    anvi-script-reformat-fasta -o $species-isolates-CLEAN.fa -l 1000 \
                  --simplify-names \
                  -r $species-isolates-contigIDs.txt $species-isolates.fa
    mv $species-isolates-CLEAN.fa $species-isolates.fa

## 6.2 建立CONTIGS库

    # 建立Alistipes-putredinis-isolates-CONTIGS库
    anvi-gen-contigs-database -f $species-isolates.fa -n Alistipes \
                  -o $species-isolates-CONTIGS.db \
                  --split-length 1500000 \
                  --num-threads 24
    ## 从 hmm 集合中获取细菌单拷贝基因 16S 信息
    anvi-run-hmms -c $species-isolates-CONTIGS.db \
                  --num-threads 24
    
    ## 安装ncbi-cogs用于功能注释
    anvi-setup-ncbi-cogs -T 24 --just-do-it --reset
    
    ## COGs功能注释
    anvi-run-ncbi-cogs -c $species-isolates-CONTIGS.db --search-with blastp -T 24
    
    ## 导出注释得到的功能数据表
    # 如果没有进行COGs功能注释，可跳过该步骤
    touch ncbi-cogs-results-fmt-$species-isolates01.tsv
    anvi-import-functions -c $species-isolates-CONTIGS.db \
                  -i ncbi-cogs-results-fmt-$species-isolates01.tsv
    
    ## 建议映射             
    bowtie2-build $species-isolates.fa $species-isolates
    
    ## 使用 bowtie2和默认参数（“--sensitive”），将宏基因组匹配到 contigs 数据库中的contigs上
    prefix="$species-isolates"
    ## 单样本处理示例，其它样本相同
    bowtie2 -x $prefix -1 /temp/hr2/FC1_1.fastq -2 \
                  /temp/hr2/FC1_2.fastq --no-unal \
                  --threads 24 | samtools view -b - | samtools sort -@ 12 - > bt_mapped_Alistipes-putredinis-isolates/FC1.bam
    ## 排序和建立索引
    cd bt_mapped_Alistipes-putredinis-isolates
    samtools index FC1.bam
    cd ..

    ## 批量运行
    # 设置 Bowtie2 索引的前缀
    prefix="$species-isolates"
    # 包含 .fastq 文件的目录
    input_dir="../hr2"
    # BAM 文件的输出目录
    output_dir="bt_mapped_$species-isolates"
    # 确保输出目录存在
    mkdir -p $output_dir
    
    # 循环遍历输入目录中的所有 *_1.fastq 文件
    for fastq1 in "$input_dir"/*_1.fastq; do
      # 通过删除“_1.fastq”后缀获取样本名称
      sample_name=$(basename "$fastq1" _1.fastq)
      # 定义相应的_2.fastq文件
      fastq2="$input_dir/${sample_name}_2.fastq"
      # 定义输出 BAM 文件
      bam_output="${output_dir}/${sample_name}.bam"
      # 检查对应的_2.fastq文件是否存在
      if [[ -f "$fastq2" ]]; then
        # 运行 Bowtie2 和 SAMtools
        bowtie2 -x $prefix -1 $fastq1 -2 $fastq2 --no-unal --threads 24 | \
        samtools view -b - | \
        samtools sort -@ 12 - > $bam_output
        # 索引 BAM 文件
        samtools index $bam_output
      else
        # 如果不存在相应的 _2.fastq 文件，则警告
        echo "Warning: Missing corresponding _2.fastq file for $fastq1"
      fi
    done

    ## 使用 anvi’o 分析映射结果
    # 单样本运行
    anvi-profile -i bt_mapped_$species-isolates/FC1.bam -c $prefix-CONTIGS.db \
                  -W -M 2500 -T 12 --write-buffer-size 500 -o profs_mapped_$species-isolates/FC1/
    
    # 批量运行
    # 定义输入 BAM 目录
    bam_dir="bt_mapped_$species-isolates/"
    # 定义分析结果的输出目录
    output_dir="profs_mapped_$species-isolates"
    mkdir -p $output_dir
    # 循环遍历输入目录中的所有 BAM 文件
    for bam_file in $bam_dir/*.bam; do
      # 从 BAM 文件中提取样本名称（例如 FC1、FE1 等）
      sample_name=$(basename "$bam_file" .bam)
      # 为当前样本创建输出目录
      sample_output_dir="$output_dir/$sample_name"
      mkdir -p "$sample_output_dir"
      echo "Profiling sample $sample_name..."
      # 运行 anvi-profile 命令
      anvi-profile -i "$bam_file" -c "${prefix}-CONTIGS.db" -W -M 2500 -T 12 --write-buffer-size 500 -o "$sample_output_dir"
    done


## 6.3 泛基因组分析

    ## 生成合并的 anvi’o 配置文件数据库
    anvi-merge profs_mapped_$species-isolates/*/PROFILE.db \
               -o $species-isolates-MERGED \
               -c $species-isolates-CONTIGS.db
    ## 得到集合文件
    for split_name in `sqlite3 $species-isolates-CONTIGS.db 'select split from splits_basic_info;'`
    do
        GENOME=`echo $split_name | awk 'BEGIN{FS="-"}{print $1}'`
        echo -e "$split_name\t$GENOME"
    done > $species-GENOME-COLLECTION.txt
    
    anvi-import-collection $species-GENOME-COLLECTION.txt \
                           -c $species-isolates-CONTIGS.db \
                           -p $species-isolates-MERGED/PROFILE.db \
                           -C Genomes
                           
    anvi-summarize -c $species-isolates-CONTIGS.db \
                   -p $species-isolates-MERGED/PROFILE.db \
                   -C Genomes \
                   --init-gene-coverages \
                   -o $species-isolates-SUMMARY
               
    ## 生成internal-genomes-table.txt文件
    taxonPrefix=$species-isolates
    collection="Genomes"
    echo -e "name\tbin_id\tcollection_id\tprofile_db_path\tcontigs_db_path" > $taxonPrefix-internal-genomes-table.txt
    for bin in $(ls $taxonPrefix-SUMMARY/bin_by_bin); do
    echo -e "$bin\t$bin\t$collection\t$taxonPrefix-MERGED/PROFILE.db\t$taxonPrefix-CONTIGS.db" >> $taxonPrefix-internal-genomes-table.txt
    done

    ## 泛基因组计算
    anvi-gen-genomes-storage -i $species-isolates-internal-genomes-table.txt \
                             -o $species-PAN-GENOMES.db
    anvi-pan-genome -g $species-PAN-GENOMES.db \
                    --use-ncbi-blast \
                    --minbit 0.5 \
                    --mcl-inflation 10 \
                    --project-name $species-PAN \
                    --num-threads 24
    anvi-meta-pan-genome -i $species-isolates-internal-genomes-table.txt \
                    -g $species-PAN-GENOMES.db -p $species-PAN/*PAN.db

    ## 泛基因组绘图
    ## 此处的I为ip地址，例如这里是服务器的ip地址，需要根据自己实际情况修改；P为未被占用的端口，一般为8080或8082
    ## 直接在浏览器中打开结果给出的服务器网址，点击draw可得到相应的图，可在交互界面上得到基因组相关信息并对图进行调整
    anvi-display-pan -g $species-PAN-GENOMES.db \
                     -p $species-PAN/$species-PAN-PAN.db \
                     -I 192.168.60.214 \
    				 -P 8082
    
    # 每个样本中Alistipes putredinis的基因组信息                
    anvi-interactive -p $species-isolates-MERGED/PROFILE.db \
                     -c $species-isolates-CONTIGS.db \
                     -I 192.168.60.214 \
                     -P 8082


	

# 附录：常见分析问题和补充代码

## 计算时间统计表

在60核(p)及以上服务器，单样本3个并行推荐16p，混合组装分箱推荐32p。

小数据：2个7.5M样本，在72个核、512GB服务器上测试。
大数据：20个10G样本，在192个核、2TB大内存服务器上测试。

| 步骤 | 数据小(6Gx3) | 数据(10Gx20) | 备注 |
| --- | --- | --- | --- |
| fastqc | 33s | 15m |  |
| seqkit | 2s | 15m |  |
| fastp | 2s | 40m |  |
| kneaddata | 25s | 5h |  |
| humann | 34m | 30h |  |
| megahit | 39s | 15h |  |
| binning | 6h | 16h | -concoct |
| binrefine | 2h | 3h |  |
| coverm | 4m | 30m |  |

注：m为分，h为小时，d为天


## 补充代码Supplementary scripts

**for循环批量处理样本列表**

    # 基于样本元数据提取样本列表命令解析
    # 去掉表头
    tail -n+2 result/metadata.txt
    # 提取第一列样本名
    tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1
    # 循环处理样本
    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do echo "Processing "$i; done
    # ` 反引号为键盘左上角Esc键下面的按键，一般在数字1的左边，代表运行命令返回结果
    

## 质控去宿主KneadData

**双端序列质控后是否配对的检查**

双端序列质控后序列数量不一致是肯定出错了。但即使序列数量一致，也可能序列不对。在运行metawrap分箱时会报错。可以kneaddata运行时添加--reorder来尝试解决。以下提供了检查双端序列ID是否配对的比较代码

    # 文件
    i=C1
    seqkit seq -n -i temp/qc/${i}_1_kneaddata_paired_1.fastq|cut -f 1 -d '/' | head > temp/header_${i}_1
    seqkit seq -n -i temp/qc/${i}_1_kneaddata_paired_2.fastq|cut -f 1 -d '/' | head > temp/header_${i}_2
    cmp temp/header_${i}_?

如果序列双端名称一致，且单样本质控结果异常时使用，适合旧版本：新版全kneaddata 1.12已经将此功能添加至流程，以下代码运行返倒引起错误

序列改名，解决NCBI SRA数据双端ID重名问题，详见[《MPB：随机宏基因组测序数据质量控制和去宿主的分析流程和常见问题》](https://mp.weixin.qq.com/s/ovL4TwalqZvwx5qWb5fsYA)。

    # 以0.12.0为例，序列中间不一至存在:1和:2会无结果，
    @A01909:80:HFT7YDSX5:2:1101:1289:1000 1:N:0:ATGAATAT+TTAAGTGG
    @A01909:80:HFT7YDSX5:2:1101:1289:1000 2:N:0:ATGAATAT+TTAAGTGG
    # 以0.12.0为例，最终的结果为无空格，结果/1和/2
    @A01909:80:HFT7YDSX5:2:1101:1289:1000.1:N:0:ATGAATAT+TTAAGTGG/1
    @A01909:80:HFT7YDSX5:2:1101:1289:1000.1:N:0:ATGAATAT+TTAAGTGG/2
    # 以单个样本修改
    i=A01
    sed -i '1~4 s/ 1:/.1:/;1~4 s/$/\/1/' temp/qc/${i}_1.fastq
    sed -i '1~4 s/ 2:/.1:/;1~4 s/$/\/2/' temp/qc/${i}_2.fastq
    # 批量修改
    sed -i '1~4 s/ 1:/.1:/;1~4 s/$/\/1/' temp/qc/${i}_1.fastq
    sed -i '1~4 s/ 1:/.1:/;1~4 s/$/\/1/' temp/qc/${i}_2.fastq

**Perl环境不匹配**

报错'perl binaries are mismatched'的解决

    e=~/miniconda3/envs/meta
    PERL5LIB=${e}/lib/5.26.2:${e}/lib/5.26.2/x86_64-linux-thread-multi

**Java环境错误**

出现错误 Unrecognized option: -d64，为版本不匹配——重装Java运行环境解决：

    conda install -c cyclus java-jdk

若出现错误 Error message returned from Trimmomatic :
Error: Invalid or corrupt jarfile \~/miniconda3/envs/kneaddata/share/trimmomatic/trimmomatic；找不到程序，修改配置文件指定脚本名称

    sed -i 's/trimmomatic\*/trimmomatic.jar/' ~/miniconda3/envs/kneaddata/lib/python3.10/site-packages/kneaddata/config.py


**Python环境不匹配-找不到包module**

ModuleNotFoundError: No module named 'importlib.metadata'

找不到包，一般是环境变量错误，先确定是否正常启动conda环境，没有重复启动 conda activate kneaddata。已启动检测环境变量

    echo $PATH
    # /public/software/env01/bin:/public/home/liuyongxin/miniconda3/envs/kneaddata/bin:/public/home/liuyongxin/miniconda3/condabin:/usr/local/bin:/usr/bin:/usr/local/sbin:/usr/sbin

确认conda环境是否为第一个路径，此处kneaddata路径前还有更高优先级的目录在前，重设PATH变量，即删除当前conda环境前的所有路径

    PATH=/public/home/liuyongxin/miniconda3/envs/kneaddata/bin:/public/home/liuyongxin/miniconda3/condabin:/usr/local/bin:/usr/bin:/usr/local/sbin:/usr/sbin

## HUMANN物种功能定量

**metaphlan_to_stamp.pl**

    # 如果出现下面的错误：
    # bash: /db/EasyMicrobiome/script/metaphlan_to_stamp.pl: /usr/bin/perl^M: 解释器错误: 没有那个文件或目录
    # sed -i 's/\r//' ${db}/EasyMicrobiome/script/*.pl  

**GraPhlAn图**

    # metaphlan2 to graphlan
    export2graphlan.py --skip_rows 1,2 -i result/metaphlan2/taxonomy.tsv \
      --tree temp/merged_abundance.tree.txt \
      --annotation temp/merged_abundance.annot.txt \
      --most_abundant 1000 --abundance_threshold 20 --least_biomarkers 10 \
      --annotations 3,4 --external_annotations 7
    # 参数说明见PPT，或运行 export2graphlan.py --help
    # graphlan annotation
    graphlan_annotate.py --annot temp/merged_abundance.annot.txt \
      temp/merged_abundance.tree.txt  temp/merged_abundance.xml
    # output PDF figure, annoat and legend
    graphlan.py temp/merged_abundance.xml result/metaphlan2/graphlan.pdf \
      --external_legends 

**LEfSe差异分析物种**

*   输入文件：物种丰度表result/metaphlan2/taxonomy.tsv
*   输入文件：样品分组信息 result/metadata.txt
*   中间文件：整合后用于LefSe分析的文件 result/metaphlan2/lefse.txt，这个文件可以提供给www\.ehbio.com/ImageGP 用于在线LefSE分析
*   LefSe结果输出：result/metaphlan2/目录下lefse开头和feature开头的文件

前面演示数据仅有2个样本，无法进行差异比较。下面使用result12目录中由12个样本生成的结果表进行演示

    # 设置结果目录，自己的数据使用result，演示用result12
    result=result12
    # 如果没有，请下载演示数据
    # wget -c http://www.imeta.science/db/EasyMetagenome/result12.zip
    # unzip result12.zip

准备输入文件，修改样本品为组名(可手动修改)

    # 预览输出数据
    head -n3 $result/metaphlan2/taxonomy.tsv
    # 提取样本行，替换为每个样本一行，修改ID为SampleID
    head -n1 $result/metaphlan2/taxonomy.tsv|tr '\t' '\n'|sed '1 s/ID/SampleID/' >temp/sampleid
    head -n3 temp/sampleid
    # 提取SampleID对应的分组Group(假设为metadata.txt中第二列$2)，替换换行\n为制表符\t，再把行末制表符\t替换回换行
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}NR==FNR{a[$1]=$2}NR>FNR{print a[$1]}' $result/metadata.txt temp/sampleid|tr '\n' '\t'|sed 's/\t$/\n/' >groupid
    cat groupid
    # 合并分组和数据(替换表头)
    cat groupid <(tail -n+2 $result/metaphlan2/taxonomy.tsv) > $result/metaphlan2/lefse.txt
    head -n3 $result/metaphlan2/lefse.txt

方法1. 推荐在线 <https://www.bic.ac.cn/ImageGP/> 中LEfSe一键分析

方法2. LEfSe命令行分析

    conda activate lefse
    result=result12
    # 格式转换为lefse内部格式
    lefse-format_input.py $result/metaphlan2/lefse.txt \
      temp/input.in -c 1 -o 1000000
    # 运行lefse(样本无重复、分组将报错)
    run_lefse.py temp/input.in temp/input.res

    # 绘制物种树注释差异
    lefse-plot_cladogram.py temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_cladogram.pdf --format pdf

    # 绘制所有差异features柱状图
    lefse-plot_res.py temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_res.pdf --format pdf
        
    # 绘制单个features柱状图
    # 查看显著差异features，按丰度排序
    grep -v '-' temp/input.res | sort -k3,3n 
    # 手动选择指定feature绘图，如Firmicutes
    lefse-plot_features.py -f one --format pdf \
      --feature_name "k__Bacteria.p__Firmicutes" \
      temp/input.in temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_Firmicutes.pdf

    # 批量绘制所有差异features柱状图
    lefse-plot_features.py -f diff \
      --archive none --format pdf \
      temp/input.in temp/input.res \
      $result/metaphlan2/lefse_

**HUMAnN2减少输入文件加速**

HUMAnN2是计算非常耗时的步骤，如果上百个10G+的样本，有时需要几周至几月的分析。以下介绍两种快速完成分析，而且结果变化不大的方法。替换下面for循环为原文中的“双端合并为单个文件”部分代码

方法1. 软件分析不考虑双端信息，只用一端可获得相近结果，且速度提高1倍。链接质控结果左端高质量至合并目录

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do 
      ln -sf `pwd`/temp/hr/${i}_1.fastq temp/concat/${i}.fq
    done

方法2. 控制标准样比对时间。测序数据量通常为6~50G，同一样本分析时间可达10h~100h，严重浪费时间而浪费硬盘空间。
可用head对单端分析截取20M序列，即3G，则为80M行

    for i in `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`;do 
       head -n80000000 temp/qc/${i}_1_kneaddata_paired_1.fastq  > temp/concat/${i}.fq
    done

**metaphlan2无法找到数据库**

正常在首次运行时，会自动下载数据库。有时会失败，解决方法：

方法1. 使用软件安装的用户运行一下程序即可下载成功

方法2. 将我们预下载好的数据索引文件，链接到软件安装目录

    db=~/db
    soft=~/miniconda3
    mkdir -p ${soft}/bin/db_v20
    ln -s ${db}/metaphlan2/* ${soft}/bin/db_v20/
    mkdir -p ${soft}/bin/databases
    ln -s ${db}/metaphlan2/* ${soft}/bin/databases/

**CRITICAL ERROR: Can not call software version for bowtie2**

解决问题思路：

查看文件位置是否处在conda环境中：`type bowtie2`。如果不在需要手动设置环境变量的顺序，如果位置正确如在(\~/miniconda2/envs/humann2/bin/bowtie2)，请往下看；

检测bowtie2运行情况：`bowtie2 -h`，报错`wd.c: loadable library and perl binaries are mismatched (got handshake key 0xde00080, needed 0xed00080)`。 错误原因为Perl库版本错误，检查Perl库位置：`echo $PERL5LIB`，错误原因没有指向环境，并手动修改perl库位置

    # 设置你环境变量位置，最好用绝对路径
    e=~/miniconda2/envs/humann2
    PERL5LIB=${e}/lib/5.26.2:${e}/lib/5.26.2/x86_64-linux-thread-multi

**metaphlan_hclust_heatmap.py报错AttributeError: Unknown property axisbg**

在网上搜索，axisbg和axis_bgcolor为过时的函数，新版为facecolor，修改为新名称即可 (参考：<https://blog.csdn.net/qq_41185868/article/details/81842971>)

    # 定位文件绝对路径
    file=`type metaphlan_hclust_heatmap.py|cut -f 2 -d '('|sed 's/)//'`
    # 替换函数名称为新版
    sed -i 's/axisbg/facecolor/g' $file

**metaphlan2-共有或特有物种网络图**

    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}{if(FNR==1) {for(i=9;i<=NF;i++) a[i]=$i; print "Tax\tGroup"} \
       else {for(i=9;i<=NF;i++) if($i>0.05) print "Tax_"FNR, a[i];}}' \
       result/metaphlan2/taxonomy.spf > result/metaphlan2/taxonomy_highabundance.tsv
       
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}{if(FNR==1) {print "Tax\tGrpcombine";} else a[$1]=a[$1]==""?$2:a[$1]$2;}END{for(i in a) print i,a[i]}' \
       result/metaphlan2/taxonomy_highabundance.tsv > result/metaphlan2/taxonomy_group.tsv

    cut -f 2 result/metaphlan2/taxonomy_group.tsv | tail -n +2 | sort -u >group

    for i in `cat group`; do printf "#%02x%02x%02x\n" $((RANDOM%256)) $((RANDOM%256)) $((RANDOM%256)); done >colorcode

    paste group colorcode >group_colorcode

    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}ARGIND==1{a[$1]=$2;}ARGIND==2{if(FNR==1) {print $0, "Grpcombinecolor"} else print $0,a[$2]}' \
       group_colorcode result/metaphlan2/taxonomy_group.tsv > result/metaphlan2/taxonomy_group2.tsv

    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}{if(FNR==1) {print "Tax",$1,$2,$3,$4, $5, $6, $7, $8 } else print "Tax_"FNR, $1,$2,$3,$4, $5,$6, $7, $8}' \
       result/metaphlan2/taxonomy.spf > result/metaphlan2/taxonomy_anno.tsv

## 生物标志鉴定LEfSe

**lefse-plot_cladogram.py：Unknown property axis_bgcolor**

若出现错误 Unknown property axis\_bgcolor，则修改`lefse-plot_cladogram.py`里的`ax_bgcolor`替换成`facecolor`即可。

    # 查看脚本位置，然后使用RStudio或Vim修改
    type lefse-plot_cladogram.py

## 物种分类Kraken2

**合并样本为表格combine_mpa.py**

krakentools中combine_mpa.py，需手动安装脚本，且结果还需调整样本名

    combine_mpa.py \
      -i `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1|sed 's/^/temp\/kraken2\//;s/$/.mpa/'|tr '\n' ' '` \
      -o temp/kraken2/combined_mpa

**序列筛选/去宿主extract_kraken_reads.py**

提取非植物33090和动物(人)33208序列、选择细菌2和古菌2157

    mkdir -p temp/kraken2_qc
    parallel -j 3 \
      "/db/script/extract_kraken_reads.py \
      -k temp/kraken2/{1}.output \
      -r temp/kraken2/{1}.report \
      -1 temp/qc/{1}_1_kneaddata_paired_1.fastq \
      -2 temp/qc/{1}_1_kneaddata_paired_2.fastq \
      -t 33090 33208 --include-children --exclude \
      --max 20000000 --fastq-output \
      -o temp/kraken2_qc/{1}_1.fq \
      -o2 temp/kraken2_qc/{1}_2.fq" \
      ::: `tail -n+2 result/metadata.txt|cut -f1`

## 组装Megahit

**序列长度筛选**

megahit默认>200，可选 > 500 / 1000 bp，并统计前后变化；如此处筛选 > 500 bp，序列从15万变为3.5万条，总长度从7M下降到3M

    mv temp/megahit/final.contigs.fa temp/megahit/raw.contigs.fa
    seqkit seq -m 500 temp/megahit/raw.contigs.fa > temp/megahit/final.contigs.fa
    seqkit stat temp/megahit/raw.contigs.fa
    seqkit stat temp/megahit/final.contigs.fa

**数据太大导致程序中断**

报错信息：126 - Too many vertices in the unitig graph (8403694648 >= 4294967294), you may increase the kmer size to remove tons

解决方法：需要增加k-mer，如最小k-mer改为29，不行继续增加或将数据分批次组装

添加参数： --k-min 29 --k-max 141 --k-step 20

## 二三代混合组装

**metaspades**

    # 3G数据，耗时3h
    i=SampleA
    time metaspades.py -t 48 -m 500 \
      -1 seq/${i}_1.fastq -2 seq/${i}L_2.fastq \
      --nanopore seq/${i}.fastq \
      -o temp/metaspades_${i}

**二三代混合组装OPERA-MS**

结果卡在第9步polishing，可添加--no-polishing参数跳过此步；短序列只支持成对文件，多个文件需要cat合并

    perl ../OPERA-MS.pl \
        --short-read1 R1.fastq.gz \
        --short-read2 R2.fastq.gz \
        --long-read long_read.fastq \
        --no-ref-clustering \
        --num-processors 32 \
        --out-dir RESULTS

**二代组装+三代优化**

    perl ~/soft/OPERA-MS/OPERA-MS.pl \
        --contig-file temp/megahit/final.contigs.fa \
        --short-read1 R1.fastq.gz \
        --short-read2 R2.fastq.gz \
        --long-read long_read.fastq \
        --num-processors 32 \
        --no-ref-clustering \
        --no-strain-clustering \
        --no-polishing \
        --out-dir temp/opera

结果可用quast或seqkit stat统计对二代组装的改进效果

## 基因序列prodigal

**序列拆分并行预测基因**

(可选)以上注释大约1小时完成1M个基因的预测。加速可将contigs拆分，并行基因预测后再合并。

    # 拆分contigs，按1M条每个文件
    n=10000
    seqkit split result/megahit/final.contigs.fa -s $n
    # 生成拆分文件序列列表
    ls result/megahit/final.contigs.fa.split/final.contigs.part_*.fa|cut -f 2 -d '_'|cut -f 1 -d '.' \
      > temp/split.list
    # 9线程并行基因预测，此步只用单线程且读写强度不大
    time parallel -j 9 \
      "prodigal -i result/megahit/final.contigs.fa.split/final.contigs.part_{}.fa \
      -d temp/gene{}.fa  \
      -o temp/gene{}.gff -p meta -f gff \
      > temp/gene{}.log 2>&1 " \
      ::: `cat temp/split.list`
    # 合并预测基因和gff注释文件
    cat temp/gene*.fa > temp/prodigal/gene.fa
    cat temp/gene*.gff > temp/prodigal/gene.gff

## 基因去冗余cd-hit

**两批基因合并cd-hit-est-2d**

cd-hit-est-2d 两批次构建非冗余基因集

A和B基因集，分别有M和N个非冗余基因，两批数据合并后用cd-hit-est去冗余，计算量是(M + N) X (M + N -1)

cd-hit-est-2d比较，只有M X N的计算量

    # 计算B中特有的基因
    cd-hit-est-2d -i A.fa -i2 B.fa -o B.uni.fa \
        -aS 0.9 -c 0.95 -G 0 -g 0 \
        -T 96 -M 0 -d 0
    # 合并为非冗余基因集
    cat A.fa B.uni.fa > NR.fa

**cd-hit合并多批基因salmon索引时提示ID重复**

    # [error] In FixFasta, two references with the same name but different sequences: k141_2390219_1. We require that all input records have a unique name up to the first whitespace (or user-provided separator) character.
    # 错误解决
    mv temp/NRgene/gene.fa temp/NRgene/gene.fa.bak
    # 15G,2m,4G
    seqkit rename temp/NRgene/gene.fa.bak -o temp/NRgene/gene.fa

## 基因定量salmon

**找不到库文件liblzma.so.0**

*   报错信息：error while loading shared libraries: liblzma.so.0
*   问题描述：直接运行salmon报告，显示找不到lib库，
*   解决方法：可使用程序完整路径解决问题，`alias salmon="${soft}/envs/metagenome_env/share/salmon/bin/salmon"`

## 基因功能数据库

**综合功能注释KEGG描述整理**

脚本位于 /db/script 目录，<https://www.kegg.jp/kegg-bin/show_brite?ko00001.keg> 下载htext，即为最新输入文件 ko00001.keg

    kegg_ko00001_htext2tsv.pl -i ko00001.keg -o ko00001.tsv
    # 原核蛋白数据库(需付费购买)建索引
    conda activate eggnog
    diamond --version # 2.0.13
    cd genes/fasta
    # 3m, 2G
    memusg -t diamond makedb --in prokaryotes.pep.gz \
      --db prokaryotes.pep
    
    # ID转换为KO
    zless prokaryotes.dat.gz|cut -f1,2|sed "1i Kgene\tKO">prokaryotes.gene2KO

**抗生素抗性CARD**

    # 使用3.1.0和3.1.2均有警告，修改序列名至纯字母数数字也无效
    # WARNING 2021-07-08 08:58:00,478 : Exception : <class 'KeyError'> -> '5141' -> Model(1692) missing in database. Please generate new database.
    # WARNING 2021-07-08 08:58:00,478 : Exception : <class 'KeyError'> -> '5141' -> Model(1692)
    # WARNING 2021-07-08 08:58:00,479 : tetM ---> hsp.bits: 60.8 <class 'float'> ? <class 'str'>

**抗生素抗性ResFam**

数据库：<http://www.dantaslab.org/resfams>

参考文献：<http://doi.org/10.1038/ismej.2014.106>

    mkdir -p temp/resfam result/resfam
    # 比对至抗生素数据库 1m
    time diamond blastp \
      --db ${db}/resfam/Resfams-proteins \
      --query result/NR/protein.fa \
      --threads 9 --outfmt 6 --sensitive \
      -e 1e-5 --max-target-seqs 1 --quiet \
      --out temp/resfam/gene_diamond.f6
    # 提取基因对应抗性基因列表
    cut -f 1,2 temp/resfam/gene_diamond.f6 | uniq | \
      sed '1 i Name\tResGeneID' > temp/resfam/gene_fam.list
    # 统计注释基因的比例, 488/19182=2.5%
    wc -l temp/resfam/gene_fam.list  result/salmon/gene.count 
    # 按列表累计丰度
    summarizeAbundance.py \
      -i result/salmon/gene.TPM \
      -m temp/resfam/gene_fam.list \
      -c 2 -s ',' -n raw \
      -o result/resfam/TPM
    # 结果中添加FAM注释，spf格式用于stamp分析
    awk 'BEGIN{FS=OFS="\t"} NR==FNR{a[$1]=$4"\t"$3"\t"$2} NR>FNR{print a[$1],$0}' \
      ${db}/resfam/Resfams-proteins_class.tsv  result/resfam/TPM.ResGeneID.raw.txt \
      > result/resfam/TPM.ResGeneID.raw.spf

## 分箱MetaWRAP

**Bin refined报错CheckM**

    Something went wrong with running CheckM. Exiting...

重新运行1次，错误仍在；
删除concoct输入，尝试提纯

**MetaWRAP分箱注释Bin classify & annotate**

    # Taxator-tk对每条contig物种注释，再估计bin整体的物种，11m (用时66 min)
    metawrap classify_bins -b temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins \
      -o temp/bin_classify -t 3 &
    # 注释结果见`temp/bin_classify/bin_taxonomy.tab`

    # export LD_LIBRARY_PATH=/conda2/envs/metagenome_env/lib/:${LD_LIBRARY_PATH}
     # 这是动态链接库找不到时的一个简单的应急策略
    #ln -s /conda2/envs/metagenome_env/lib/libssl.so.1.0.0 .
    #ln -s /conda2/envs/metagenome_env/lib/libcrypto.so.1.0.0 .

    # 基于prokka基因注释，4m
    metaWRAP annotate_bins -o temp/bin_annotate \
      -b temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins  -t 5
    # 每个bin基因注释的gff文件bin_funct_annotations, 
    # 核酸ffn文件bin_untranslated_genes，
    # 蛋白faa文件bin_translated_genes
    ls -sh temp/bin_annotate/prokka_out/bin.1/

**分箱定量Bin quantify**

    # 耗时3m，系统用时10m，此处可设置线程，但salmon仍调用全部资源
    metawrap quant_bins -b temp/bin_refinement/metawrap_50_10_bins -t 4 \
      -o temp/bin_quant -a temp/megahit/final.contigs.fa temp/qc/ERR*.fastq
    # 文件名字改变
    # 结果包括bin丰度热图`temp/bin_quant/bin_abundance_heatmap.png`
    # 原始数据位于`temp/bin_quant/bin_abundance_table.tab`
    ls -l temp/bin_quant/bin_abundance_heatmap.png

**GTDB的文件名不存在错**

    # ERROR: ['BMN5'] are not present in the input list of genome to process，但并无此菌，可能是名称 中存在"-"或"."，替换为i
    # 修改metadata
    sed 's/-/i/;s/\./i/' result/metadatab.txt > result/metadata.txt
    # 修改文件名
    awk 'BEGIN{OFS=FS="\t"}{system("mv temp/antismash/"$1".fna temp/antismash/"$2".fna")ll }' <(paste result/metadatab.txt result/metadata.txt|tail -n+2)


# 版本更新记录

**1.08 2020.7.20**

1.  KneadData提供数据预处理双端标签唯一命令，兼容最新版；
2.  提供HUMAnN3测试版的安装和分析流程(附录1)；
3.  eggNOG升级为emapper 2.0和eggNOG 5.0流程，结果列表从13列变为22列，新增CAZy注释。emapper 1.0版本见附录2。

**1.09 2020.10.16**

1.  新增二、三代混合组装OPERA-MS软件使用 (31Megahit)
2.  新增eggNOG-mapper结果COG/KO/CAZy整理脚本summarizeAbundance.py，删除旧版Shell+R代码 (32Annotation)
3.  新增MetaWRAP单样本分箱流程 (33Binning)
4.  新增dRep实现基因组去冗余 (34Genomes)
5.  新增GTDB-Tk基因组物种注释和进化树构建 (34Genomes)

**1.10 2021.1.22**

1.  增加删除中间文件部分，节约空间，防止硬盘写满；
2.  正文的补充分析方法、常见问题移至附录，按软件名、问题/方法分级索引；
3.  软件使用前，增加检查软件版本命令，方便文章方法中撰写准确版本；
4.  删除不稳定的humann3、过时的eggnog版本教程；
5.  增加kraken2新环境, 增加bracken, krakentools新工具；
6.  kraken2结果新增beta多样性PCoA，物种组成堆叠柱状图；
7.  增metaspades二、三代组装代码示例；
8.  新增KEGG层级注释整理代码；
9.  更新dbcan3中2018版为2020版；
10. 新增CARD本地分析流程；

**1.11 2021.5.7**

1.  增加prodigal基因预测并行版方法，使用seqkit split拆分后并行，数10倍加速单线程基因预测步骤；
2.  增加megahit拼装结果片段大小选择步骤，使用seqkit -m按长度筛选，并统计筛选前后变化；
3.  不常用或可选代码调整到附录
4.  两批数据快速合并去冗余cd-hit-est-2d
5.  二三代混合组装OPERA-MS的混装和3代优化代码

**1.12 2021.8.20**

1.  新增并行管理软件rush，比parallel更易安装，绿色版无依赖关系，整合在db/linux/目录中
2.  新增seqkit，可以统计序列数据量，支持序列长度过滤，格式转换等；
3.  新增质控软件fastp，软件fastqc更快，适合单独质控不去宿主；
4.  kraken2新数据库，同样大小下注释率提高明显；
5.  eggNOG软件和数据库配套升级
6.  GTDB-tk软件和数据库需要配套重新才可使用新版25万基因组数据库

**1.13 2021.11.19**

1.  陈同参与EasyMicrobiome的更新，并提交了mac版本代码
2.  新增humann2运行bowtie2出错的解决方案
3.  新增软件conda环境下载安装方式，且作为首选
4.  新增kneaddata自定义物种基因组数据库示例

**1.14 2022.3.25**

1.  EasyMicrobiome升级为1.14
2.  升级miniconda2为miniconda3
3.  dbcan3从2020/7/31的808M更新为2021/9/24版1016M，格式变化，配套format_dbcan2list.pl更新
4.  新增eggnog环境，包含emapper 2.1.6，summarizeAbundance.py含pandas (conda install sklearn-pandas)，配套更新数据库
5.  rgi更新到最新版及配套代码

**1.15 2022.5.27**

1.  陈同老师全面更新课程，并在新服务器上重新布置所有软件和数据库
2.  课题尝试改为长期：自学理论课程视频，每周线上答疑，持续2个月完成实操

**1.18 2023.4.7**

1.  课程恢复为3天连续学习模式
2.  更新所有软件和数据库为可成功安装的最新版
3.  更新软件和数据备份至微生物所和百度网盘

**1.19 2023.7.13**

1.  HUMAnN2+MetaPhlAn2为3和4
2.  Kraken2数据库不同版本统一官方名称，仍使用3月版本数据库，最新版6月数据库官方文件有不完整
3.  GTDB-tk数据库更新为214版

**1.20 2023.11.24**

1. MetaPhlAn4新增物种注释转换为GTDB、多样性计算脚本
2. 整合陈同老师用Pipeline的修正
3. CoverM定量MAGs相对丰度、结果合并和求均值，并添加到进入树注释结果中
4. drep的conda包为3.4.2缺少checkm(267M)，替换为旧版2.6.2(526M)
5. dbCAN3数据库更新为2023版，diamond新版建索引更快
6. Kneaddata质控跳过，fastp质控为必选步骤
7. mutliqc升级1.14为1.15
8. 增加第五章：单菌基因组分析流程
9. 更新Kraken2数据库为20231009版本，新增alpha, beta多样性、Krona网页、Pavian桑基图
10. 新增可选的checkm2评估

**1.21 2024.5.4**
1. format_dbcan2list.pl更新，解决结果丢失第一列结果的bug，新增了Evalue，及按Evalue筛选的参数
2. 新增viwarp软件数据库：iPHoP.latest_rw.tar.gz(116G)、METABOLIC_test_files.tgz(2G)
3. kraken2数据库更新为2024版，kraken2从2.1.2升级为2.1.3，环境名为kraken2.1.3，且bracken2.5升级为2.8，解决结果校正后大量为0的Bug；
4. 测试数据新增不同疾病程度、不同年龄组；
5. CARD更新为2024版，v3.2.9

**1.22 2024.11.9**
1. PPT更新为2024.11版
2. kraken2/tax_count.spf 格式更新，解决缺失一个样本的问题；
3. CAZy数据库更新为2024版


**1.23 2024.11.18**
1.增加了4.5功能注释-耐药基因的处理步骤
2.增加了6(可选)泛基因组分析部分


**正在开发中功能**

1.  rgi应用于菌群分析及结果展示
2.  antisamsh应用于菌群分析及结果展示
3.  cazy应用于菌群分析及结果展示